Anaplasmosis trombocítica canina

Especies afectadas y susceptibilidad

Anaplasma platys infecta sobre todo a perros. No se ha descrito predisposición por raza, edad ni sexo (Sainz et al., 2015). En Chile también se ha encontrado ADN en zorros culpeos y chillas, con prevalencias más bajas que en perros, probablemente porque los zorros tienen menos garrapatas (Di Cataldo et al., 2021).

En los estudios chilenos de perros rurales, el ADN de A. platys fue más frecuente en perros jóvenes que en adultos, mientras que los anticuerpos fueron más frecuentes en adultos. La explicación probable es que los jóvenes tienen infecciones recientes y los adultos acumulan exposiciones previas (Di Cataldo et al., 2021; Cevidanes et al., 2023).

El agente

Anaplasma platys es una bacteria intracelular obligada de la familia Anaplasmataceae, la misma de Ehrlichia canis. Se describió en Estados Unidos en 1978 con el nombre de Ehrlichia platys, como causa de una trombocitopenia cíclica infecciosa (Sainz et al., 2015).

A diferencia de E. canis, que infecta monocitos, A. platys infecta las plaquetas, donde forma mórulas. También se ha encontrado en megacariocitos de la médula ósea (Sainz et al., 2015).

En la misma familia está Anaplasma phagocytophilum, que infecta neutrófilos y es zoonótica. En las pruebas serológicas, A. platys y A. phagocytophilum pueden dar reacciones cruzadas (Sainz et al., 2015).

Epidemiología en Chile

Primera confirmación. En 2007 se estudiaron 30 perros de una clínica de Santiago con garrapatas, trombocitopenia y hemorragias. Seis tenían ADN de A. platys y ninguno de E. canis ni de otras especies de Ehrlichia. Las secuencias fueron casi idénticas a las de A. platys de otros países (Abarca et al., 2007).

El cuadro de la zona central. En 30 perros con “ehrliquiosis” de la Región Metropolitana, la alteración se limitó a las plaquetas, sin leucopenia ni pancitopenia. El test rápido de anticuerpos contra E. canis fue negativo en 120 perros de la región (López et al., 2012). Este patrón calza con A. platys y no con E. canis, que en Chile solo se ha confirmado en Arica.

Distribución nacional. En 719 perros rurales de libre tránsito de seis regiones bioclimáticas del país, todo el ADN de Anaplasmataceae detectado correspondió a A. platys. Se encontró ADN y anticuerpos en todas las regiones, salvo en zonas de altura o sin garrapatas del complejo Rhipicephalus sanguineus. La prevalencia de ADN fue de 11% en perros y 4% en zorros. No se detectó ADN de E. canis (Di Cataldo et al., 2021).

Prevalencias en la zona central. En 111 perros rurales con dueño y libre tránsito de la Región Metropolitana, el 36% tenía ADN de A. platys y ninguno de Ehrlichia spp. La mitad de las coinfecciones incluía a A. platys, sobre todo con micoplasmas hemotrópicos (Cevidanes et al., 2023). En un estudio de hogares de cuatro regiones, el 44,0% de 905 perros tenía anticuerpos contra Anaplasma (Acosta-Jamett et al., 2020).

Lo que esto implica. En la zona central y sur de Chile, un perro con trombocitopenia y garrapatas tiene más probabilidad de tener A. platys que E. canis.

Lo que no se sabe. Los estudios chilenos con PCR se concentran en perros rurales de libre tránsito. No se encontraron estudios de prevalencia en perros urbanos con dueño que lleguen a consulta.

Transmisión y factores de riesgo

Vector. A. platys se transmite por la garrapata café del perro, Rhipicephalus sanguineus. En 2015 todavía no se había logrado la transmisión experimental (Sainz et al., 2015). En 2020 se demostró en una colonia de laboratorio de R. sanguineus sensu stricto, el linaje templado de la especie, que la garrapata mantiene la bacteria entre estadios y la pasa a su descendencia, con prevalencias de 90% a 100% en las generaciones siguientes (Snellgrove et al., 2020). En Santiago es la única garrapata que infesta perros (Abarca et al., 2007).

Transfusiones. La transmisión por sangre está descrita para A. platys (Sainz et al., 2015).

Factores de riesgo:

• Infestación por garrapatas. Los perros con R. sanguineus tuvieron más probabilidad de estar infectados y de tener anticuerpos (Di Cataldo et al., 2021).
• Libre tránsito y falta de control con ectoparasiticidas (Cevidanes et al., 2023).
• Edad joven, para la infección activa detectada por PCR (Di Cataldo et al., 2021).
• Transfusiones de donantes no estudiados.

Patogenia

Después de una incubación de 1 a 2 semanas, aparecen periodos alternados de bacteriemia, fiebre y trombocitopenia, que se repiten cada 1 a 2 semanas. En perros inoculados en forma experimental, la trombocitopenia fue grave a los 7 días, y las plaquetas se recuperaron en 3 a 4 días cuando bajó el número de bacterias. Con el tiempo la infección se vuelve crónica, con bacteriemia baja y trombocitopenia leve (Sainz et al., 2015).

Signos clínicos

Muchos perros infectados no tienen signos: el estudio de perros rurales de la Región Metropolitana buscó alteraciones no aparentes en perros infectados, que pueden actuar como reservorios sin mostrar signos (Cevidanes et al., 2023). En perros con infección natural o experimental se han descrito fiebre, decaimiento, anorexia, pérdida de peso, mucosas pálidas, petequias, secreción nasal y linfadenomegalia. En casos aislados se han descrito uveítis bilateral y epistaxis (Sainz et al., 2015).

En los perros de Santiago en que se confirmó A. platys, el motivo de consulta fue un cuadro hemorrágico con trombocitopenia y garrapatas (Abarca et al., 2007).

Coinfecciones. A. platys comparte vector con E. canis y Babesia vogeli. Las coinfecciones pueden agravar el cuadro clínico y las alteraciones de laboratorio, por lo que un perro grave con A. platys debe estudiarse para otros agentes (Sainz et al., 2015).

Hemograma y bioquímica. Trombocitopenia, anemia leve a moderada no regenerativa, hiperglobulinemia e hipoalbuminemia (Sainz et al., 2015). En la zona central de Chile, la alteración se limita a las plaquetas, sin leucopenia ni pancitopenia (López et al., 2012).

Hallazgos de necropsia

No se encontraron series de necropsias de perros chilenos ni descripciones publicadas de muertes por A. platys sin coinfección. En perros con hemorragias, los hallazgos esperables son petequias y equimosis en mucosas y serosas, sin lesiones específicas.

Histopatología

No se encontraron descripciones histopatológicas específicas en perros con infección única. En la médula ósea es esperable encontrar megacariocitos, algunos con mórulas (Sainz et al., 2015).

Diagnóstico de laboratorio

Frotis de sangre. Las mórulas en plaquetas confirman la sospecha, pero el frotis tiene baja sensibilidad. Algunos estudios sugieren que es más sensible al inicio de la infección (Sainz et al., 2015).

PCR. Es la prueba que confirma el agente. La muestra de elección es sangre con EDTA. Como la bacteriemia es intermitente, un PCR negativo no descarta la infección. Una PCR con identificación de especie distingue A. platys de E. canis y de A. phagocytophilum (Sainz et al., 2015).

Serología. En perros inoculados en forma experimental, los anticuerpos aparecieron al día 16. Una segunda muestra a las 2 a 4 semanas permite confirmar la seroconversión. No hay reacción cruzada importante entre E. canis y A. platys, pero sí entre A. platys y A. phagocytophilum (Sainz et al., 2015). Algunos tests rápidos de consulta detectan anticuerpos contra Anaplasma spp. sin distinguir entre A. platys y A. phagocytophilum (Sainz et al., 2015).

Interpretación en Chile. El test rápido de anticuerpos contra E. canis no detecta A. platys. Un resultado negativo en un perro de la zona central con trombocitopenia y garrapatas no descarta la anaplasmosis (López et al., 2012).

Diagnóstico diferencial

• Ehrliquiosis monocítica por E. canis, en perros del norte de Chile o que vienen de Perú o Bolivia. Da leucopenia y pancitopenia, además de trombocitopenia (López et al., 2012).
• Trombocitopenia inmunomediada.
• Babesiosis, que comparte vector.
• Leptospirosis, por las hemorragias.
• Intoxicación con anticoagulantes.
• Leishmaniosis, en perros traídos de zonas endémicas, por la hiperglobulinemia y la uveítis.

Tratamiento

Doxiciclina. 5 a 10 mg/kg cada 12 a 24 horas durante 8 a 10 días. La alternativa es enrofloxacino, 5 mg/kg cada 12 horas durante 14 a 21 días (Sainz et al., 2015).

Lo que esto implica. El esquema corto sirve cuando se confirmó A. platys por PCR y se descartó E. canis. Si no se pudo descartar E. canis, por ejemplo en perros del norte o con leucopenia, el curso de 4 semanas de doxiciclina cubre ambos agentes.

Soporte. Transfusión de sangre o plaquetas en hemorragias graves, y reposo mientras las plaquetas estén bajas.

Pronóstico

Bueno en la infección única. La trombocitopenia suele desaparecer cerca de una semana después de iniciar el tratamiento (Sainz et al., 2015). Los títulos de anticuerpos bajan en forma gradual después del tratamiento. No se ha evaluado bien si un perro tratado puede volver a infectarse, pero no se puede descartar si sigue expuesto a garrapatas (Sainz et al., 2015).

Prevención

No existe vacuna. La prevención se basa en el control de garrapatas en el perro, con ectoparasiticidas aplicados con la frecuencia que indica el fabricante, y en el ambiente, porque R. sanguineus vive en casas, patios y caniles (Sainz et al., 2015). Los perros donantes de sangre deben estudiarse con PCR antes de donar.

Riesgo zoonótico

Se ha detectado ADN de A. platys en dos personas de una familia en Estados Unidos y en dos mujeres en Venezuela (Sainz et al., 2015). No se considera una zoonosis de importancia. El riesgo indirecto es que R. sanguineus también puede picar a las personas.

Referencias

• Abarca, K., López, J., Perret, C., Guerrero, J., Godoy, P., Veloz, A., Valiente-Echeverría, F., León, U., Gutjahr, C., & Azócar, T. (2007). Anaplasma platys in dogs, Chile. Emerging Infectious Diseases, 13(9), 1392-1395. https://doi.org/10.3201/eid1309.070021
• Acosta-Jamett, G., Weitzel, T., López, J., Alvarado, D., & Abarca, K. (2020). Prevalence and risk factors of antibodies to Anaplasma spp. in Chile: a household-based cross-sectional study in healthy adults and domestic dogs. Vector-Borne and Zoonotic Diseases, 20(8), 572-579. https://doi.org/10.1089/vbz.2019.2587
• Cevidanes, A., Di Cataldo, S., Muñoz-San Martín, C., Latrofa, M. S., Hernández, C., Cattan, P. E., Otranto, D., & Millán, J. (2023). Co-infection patterns of vector-borne zoonotic pathogens in owned free-ranging dogs in central Chile. Veterinary Research Communications, 47(2), 575-585. https://doi.org/10.1007/s11259-022-10009-6
• Di Cataldo, S., Cevidanes, A., Ulloa-Contreras, C., … Millán, J. (2021). Mapping the distribution and risk factors of Anaplasmataceae in wild and domestic canines in Chile and their association with Rhipicephalus sanguineus species complex lineages. Ticks and Tick-borne Diseases, 12(5), 101752. https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2021.101752
• López, J., Abarca, K., Mundaca, M. I., Caballero, C., & Valiente-Echeverría, F. (2012). Identificación molecular de Ehrlichia canis en un canino de la ciudad de Arica, Chile. Revista Chilena de Infectología, 29(5), 527-530. https://doi.org/10.4067/S0716-10182012000600008
• Sainz, Á., Roura, X., Miró, G., Estrada-Peña, A., Kohn, B., Harrus, S., & Solano-Gallego, L. (2015). Guideline for veterinary practitioners on canine ehrlichiosis and anaplasmosis in Europe. Parasites & Vectors, 8, 75. https://doi.org/10.1186/s13071-015-0649-0
• Snellgrove, A. N., Krapiunaya, I., Ford, S. L., Stanley, H. M., Wickson, A. G., Hartzer, K. L., & Levin, M. L. (2020). Vector competence of Rhipicephalus sanguineus sensu stricto for Anaplasma platys. Ticks and Tick-borne Diseases, 11(6), 101517. https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2020.101517