Renibacteriosis

Especies afectadas y susceptibilidad

Todos los salmónidos son susceptibles a Renibacterium salmoninarum. Los salmones del Pacífico, como el chinook, el sockeye y el rosado, son los más afectados, y el salmón del Atlántico y la trucha arcoíris tienen una susceptibilidad intermedia (Delghandi et al., 2020).

En Chile, la enfermedad es más grave en el salmón coho, le sigue el salmón del Atlántico, y la trucha arcoíris es la más resistente (Sernapesca, citado por Salmonexpert, 2016). Los datos recientes mantienen ese orden: en 2023, la renibacteriosis explicó el 30,6% de la mortalidad infecciosa del coho en el mar (Sernapesca, 2024), y en 2025 el coho fue la especie con mayor prevalencia del agente en reproductores (Sernapesca, 2026).

La bacteria también se ha encontrado en peces no salmónidos, natural o experimentalmente, y en moluscos filtradores como choritos y ostiones, que podrían actuar como vectores (Delghandi et al., 2020).

El agente

R. salmoninarum es un diplobacilo Gram positivo, inmóvil, de 0,3 a 1,0 por 1,0 a 1,5 micrómetros. Crece mejor entre 15 y 18 °C, y muy lento: las colonias aparecen en 2 a 6 semanas, y el cultivo puede extenderse hasta 8 a 12 semanas (Delghandi et al., 2020).

Su principal factor de virulencia es la proteína p57, también llamada MSA, ubicada en la superficie de la bacteria. Aglutina los leucocitos del pez y tiene efecto inmunosupresor. Es además el antígeno que detecta la prueba de ELISA usada en la vigilancia de reproductores (Delghandi et al., 2020).

Como la SRS, es una bacteria intracelular: sobrevive dentro de los macrófagos. Eso explica tres rasgos de la enfermedad. Es crónica. Responde lento a los antibióticos. Y las vacunas inactivadas protegen poco.

Epidemiología en Chile

Origen. El análisis genómico de 42 aislados chilenos identificó cuatro grupos filogenéticos, compatibles con varias introducciones desde distintos países seguidas de una diseminación rápida en la industria. El mismo estudio encontró barreras a la transmisión entre las etapas de la cadena productiva y señales de que el tipo de hospedero influye en cómo se dispersa la bacteria (Bayliss et al., 2018).

Reproductores. La renibacteriosis es la principal causa de positividad en el screening de reproductores. En 2015 se muestrearon 89.143 reproductores, el 3,1% fue positivo a ISA, IPN o BKD, y la BKD explicó el 47% de los positivos (Sernapesca, citado por Salmonexpert, 2016).

Mortalidad. Su peso varía según la especie y el año. En 2023, explicó el 30,6% de la mortalidad infecciosa del coho en el mar (Sernapesca, 2024). En 2025 no estuvo entre las causas principales en ninguna especie: en el coho dominaron la HSMI y el síndrome ictérico, y en la trucha, la SRS y la IPN (Sernapesca, 2026).

Antimicrobianos. En 2024, la renibacteriosis explicó el 30,8% de los antimicrobianos usados en agua dulce, segunda después de la flavobacteriosis, y el 2,6% de los usados en ciclos cerrados de mar (Sernapesca, 2025).

Marco regulatorio. La renibacteriosis es una enfermedad de alto riesgo de Lista 2 según la clasificación vigente, la Res. Ex. 2858/2024 de la Subsecretaría de Pesca y Acuicultura (Subpesca, 2024). No tiene programa específico propio. Su vigilancia en reproductores es parte del Programa Sanitario General de Manejo de Reproductores (Res. Ex. 70/2003 de Sernapesca), que exige muestrear individualmente a los reproductores para ISA, IPN y BKD.

Fase productiva y factores de riesgo

La enfermedad se presenta en agua dulce y en agua de mar. Por su curso crónico, un pez infectado en la piscicultura puede enfermar recién en el mar.

Transmisión vertical. La bacteria está en el líquido celómico de las hembras y entra al vitelo durante la fecundación. Por eso, la desinfección de la superficie de la ova no elimina la infección que está dentro del huevo (Delghandi et al., 2020). Es la razón del screening de reproductores y del descarte de ovas.

Transmisión horizontal. Ocurre a través del tracto digestivo, la piel lesionada y los ojos, a partir del agua, del alimento contaminado o de tejidos de peces infectados. La bacteria no sobrevive más de una semana fuera del hospedero (Delghandi et al., 2020).

Factores de manejo. El estrés favorece los brotes: los cambios de temperatura, los traslados, la manipulación y la mala calidad del agua, en particular el oxígeno disuelto bajo (Delghandi et al., 2020).

Signos clínicos

La infección puede pasar mucho tiempo sin signos. Cuando aparecen, incluyen (Delghandi et al., 2020):

• Oscurecimiento de la piel y abdomen distendido.
• Exoftalmia y opacidad de la córnea.
• Branquias pálidas, por anemia.
• Ampollas en la piel y úlceras, con hemorragias.
• Hemorragias alrededor del ano.

Hallazgos de necropsia

Los hallazgos internos descritos en la revisión de Delghandi et al. (2020) son:

• Riñón aumentado de tamaño, con granulomas. Es la lesión que da nombre a la enfermedad.
• Granulomas también en el bazo, el hígado y el corazón, que pueden verse aumentados de tamaño.
• Membrana falsa sobre los órganos.
• Ascitis.
• Hemorragias en los órganos internos.

Los granulomas del riñón y del bazo pueden parecerse a los nódulos de la piscirickettsiosis, y el diagnóstico de laboratorio es el que los distingue.

Histopatología

La lesión característica es la inflamación granulomatosa crónica, con granulomas no encapsulados en el riñón, el bazo, el hígado y el corazón (Delghandi et al., 2020). Por órgano:

• Riñón: glomerulonefritis, degeneración de los túbulos e infiltración de melanomacrófagos.
• Corazón: miocardio esponjoso con necrosis y miocarditis granulomatosa.
• Hígado: separación de los hepatocitos y fibrina en los sinusoides.

Los diplobacilos se ven dentro de los macrófagos con tinción de Gram. La inmunohistoquímica o la inmunofluorescencia confirman que son R. salmoninarum.

Diagnóstico de laboratorio

Muestras. Riñón, de preferencia de peces moribundos o recién muertos. En reproductores, el programa oficial exige un muestreo individual en el desove, y la revisión de Delghandi et al. (2020) describe además métodos no letales con sangre, mucus o aletas.

Qué pedir al laboratorio. Ante la sospecha, el panel de rutina combina pruebas que confirman el agente y pruebas que descartan otras causas:

Prueba	Muestra	Resultado que apoya el diagnóstico
Frotis o impronta con tinción de Gram	Riñón	Diplobacilos Gram positivos, a menudo dentro de macrófagos
ELISA del antígeno p57	Riñón o, en reproductores, la muestra del screening	Positivo. Puede seguir positivo después del tratamiento
qPCR de R. salmoninarum	Riñón	Positivo. Más sensible en infecciones subclínicas
Inmunofluorescencia (IFAT)	Impronta de riñón	Positiva
Cultivo en KDM-2 o SKDM, a 15 °C	Riñón	Colonias en 2 a 12 semanas
Histopatología	Riñón, bazo, hígado y corazón en fijador	Granulomas con diplobacilos Gram positivos
qPCR de Piscirickettsia salmonis	Riñón, hígado y bazo	Negativo, o SRS concurrente identificada
Cultivo o PCR de Aeromonas salmonicida atípica	Riñón	Negativo, o furunculosis atípica concurrente

ELISA y qPCR no miden lo mismo. El ELISA detecta el antígeno p57, que la bacteria libera en grandes cantidades. El qPCR detecta su ADN y es más sensible cuando hay pocas bacterias. Sus resultados no siempre coinciden. En un estudio citado por la revisión, después del tratamiento antibiótico el ELISA siguió detectando la infección cuando el qPCR ya no lo hacía (Delghandi et al., 2020). La revisión recomienda ambos métodos para el screening de reproductores.

Cultivo. Es lento y exigente, y por eso no sirve para decidir en el momento. Es necesario para obtener el aislado y medir su sensibilidad a los antimicrobianos, porque se han descrito cepas resistentes (Delghandi et al., 2020).

Diagnóstico diferencial

Piscirickettsiosis (SRS). Es el diferencial más importante en el mar: también forma nódulos en el riñón y el hígado, y también es una bacteria intracelular. El Gram (P. salmonis es Gram negativa) y la qPCR de ambos agentes los separan. Ver la ficha de Piscirickettsiosis.

Furunculosis atípica. Produce cuadros septicémicos con lesiones en la piel, en agua dulce y en el mar. El cultivo y la PCR de A. salmonicida atípica la distinguen.

Flavobacteriosis. Es la otra gran causa de uso de antimicrobianos en agua dulce. Sus lesiones se concentran en la piel, las aletas y el pedúnculo, y la bacteria es Gram negativa y filamentosa.

Tratamiento

El tratamiento es difícil. La bacteria vive dentro de las células, crece lento y la enfermedad es crónica, así que el tratamiento debe ser prolongado. La literatura internacional describe tratamientos orales con macrólidos, como la eritromicina por 21 a 28 días o la azitromicina por 14 días, y con enrofloxacino. También describe cepas resistentes a los macrólidos (Delghandi et al., 2020).

En Chile, el informe oficial de 2024 atribuye a la renibacteriosis casi un tercio de los antimicrobianos usados en agua dulce. En ese medio, los principios activos más usados en general fueron la oxitetraciclina y el florfenicol (Sernapesca, 2025). El informe no desglosa qué producto se usó para cada enfermedad.

La elección del antimicrobiano, la dosis y la duración las define el médico veterinario tratante con la receta correspondiente, de preferencia con un aislado y su antibiograma.

Prevención y vacunas

Screening de reproductores. Es la medida central, porque la transmisión por dentro de la ova no se corta con la desinfección. Consiste en analizar a cada reproductor y descartar las ovas de los positivos. En Islandia, un programa piloto de este tipo bajó la proporción de reproductores positivos de 35% a menos de 2% en seis años (Delghandi et al., 2020).

Vacunas. Las vacunas inactivadas tienen una eficacia dudosa, porque no estimulan bien la respuesta que se necesita contra una bacteria intracelular. La vacuna comercial viva Renogen se basa en Arthrobacter davidanieli, una bacteria emparentada y no patógena. Se ha informado hasta 80% de supervivencia en ensayos de campo, pero con resultados limitados en algunos estudios comparativos. La revisión la indica como disponible en Estados Unidos, Canadá y Chile (Delghandi et al., 2020). Esta ficha no encontró evaluaciones publicadas de su efectividad en terreno en Chile.

Selección genética. Se han identificado marcadores asociados a resistencia, aunque cada uno explica una parte pequeña de la variación (Delghandi et al., 2020).

Medidas de manejo. A partir de la evidencia revisada:

• Hacer el screening de cada reproductor con ELISA y qPCR, y descartar las ovas de los positivos.
• Evitar el estrés en agua dulce: los cambios bruscos de temperatura, el manejo excesivo y el oxígeno bajo.
• No mezclar grupos de distinto origen sanitario, dado el peso de la transmisión horizontal.
• Vigilar con especial atención al coho, la especie más afectada en Chile.
• Pedir cultivo y antibiograma antes de repetir tratamientos que no funcionaron.

Impacto productivo

El impacto de la renibacteriosis es menos visible que el de la SRS, pero constante. Afecta toda la cadena: obliga a descartar ovas y reproductores, causa mortalidad crónica en agua dulce y en el mar, y es una de las principales razones del uso de antimicrobianos en agua dulce. En el coho puede ser una de las primeras causas de mortalidad infecciosa en el mar, como ocurrió en 2023.

Su curso lento y la transmisión vertical hacen que el control dependa más de lo que se hace antes de la siembra que del tratamiento. La discusión sobre cómo reducir el uso de antibióticos en la acuicultura se revisa en el artículo Resistencia antimicrobiana en acuicultura: por qué el futuro del control sanitario ya no depende solo de los antibióticos.

Referencias

1. Bayliss SC, Verner-Jeffreys DW, Ryder D, Suarez R, Ramirez R, Romero J, et al. Genomic epidemiology of the commercially important pathogen Renibacterium salmoninarum within the Chilean salmon industry. Microbial Genomics. 2018;4(9):e000201. https://doi.org/10.1099/mgen.0.000201
2. Delghandi MR, El-Matbouli M, Menanteau-Ledouble S. Renibacterium salmoninarum: the causative agent of bacterial kidney disease in salmonid fish. Pathogens. 2020;9(10):845. https://doi.org/10.3390/pathogens9100845
3. Salmonexpert. BKD es la principal enfermedad que afecta a reproductores. Mayo de 2016.
4. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura. Resolución Exenta 70/2003, Programa Sanitario General de Manejo de Reproductores, y sus modificaciones.
5. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura. Informe sanitario de la salmonicultura en centros marinos, año 2023. 2024.
6. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura. Informe de uso de antimicrobianos y antiparasitarios en la salmonicultura nacional, año 2024. Julio de 2025.
7. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura. Informe de situación sanitaria de la salmonicultura en centros marinos, año 2025. Marzo de 2026.
8. Subsecretaría de Pesca y Acuicultura (Subpesca). Resolución Exenta 2858/2024, que actualiza y reemplaza la clasificación de enfermedades de alto riesgo. Diciembre de 2024.