Yersiniosis

Especies afectadas y susceptibilidad

Yersinia ruckeri causa septicemia en muchas especies de peces, sobre todo en salmónidos. La enfermedad se describió por primera vez en truchas arcoíris en Idaho, Estados Unidos, en la década de 1950 (Kumar et al., 2015).

En Chile se ha descrito en las tres especies cultivadas:

• Salmón del Atlántico: es la especie con más estudios chilenos (Concha, 1998; Bastardo et al., 2011).
• Salmón coho: se describió una enfermedad causada por el serotipo O2b (Avendaño-Herrera et al., 2017).
• Trucha arcoíris: es la especie clásica de la enfermedad en el mundo (Kumar et al., 2015).

El agente

Y. ruckeri es un bacilo Gram negativo. Se distinguen dos biotipos (Kumar et al., 2015):

• Biotipo 1: móvil y con actividad de lipasa.
• Biotipo 2: sin movilidad ni lipasa. En Europa y Estados Unidos, las fallas de las vacunas se atribuyeron sobre todo a este biotipo (Bastardo et al., 2015).

También se distinguen serotipos. El O1, dividido en O1a y O1b, es el más importante en salmónidos, y la gran mayoría de los brotes los causa el O1a móvil (Kumar et al., 2015).

Cepas chilenas. Un estudio de 11 cepas de salmón del Atlántico vacunado en Chile encontró que todas eran del biotipo 1, con los serotipos O1a, O1b y O2b, y con predominio del O1b, presente en 9 de ellas (Bastardo et al., 2011). Esta ficha no encontró reportes del biotipo 2 en Chile.

Portadores. Hasta 25% de una población de truchas puede portar la bacteria en el intestino. La bacteria sobrevive al menos cuatro meses fuera del hospedero, y se transmite por contacto directo (Kumar et al., 2015).

Epidemiología en Chile

Primeros registros. El primer aislamiento chileno se obtuvo en 1983 del intestino de una carpa del río Valdivia. En los cultivos de salmón se detectó en 1991, y desde entonces estuvo presente en lagos y pisciculturas de la Región de Los Lagos (Concha, 1998). Otra fuente fecha el primer reporte en salmón del Atlántico en 1992 (Bastardo et al., 2015). Esta ficha no pudo revisar las fuentes originales que explican la diferencia.

Vacunación y brotes en peces vacunados. Una vacuna bivalente se introdujo en los alevines chilenos en 2006 y permitió controlar la enfermedad. En 2008 hubo brotes en salmones del Atlántico vacunados, de los que se aisló el serotipo O1b. Después siguieron brotes esporádicos en peces vacunados con ese serotipo, lo que sugiere una menor protección de la vacuna contra él (Navas et al., 2014).

Situación actual. En 2025, Y. ruckeri apareció en los informes de diagnóstico positivo de Sernapesca (Sernapesca, 2026):

• Agua dulce: 10 informes en La Araucanía y 32 en Los Lagos.
• Mar: 96 informes en Aysén y 18 en Magallanes.

En el mar de Aysén, los informes subieron de 32 en 2024 a 96 en 2025 (Sernapesca, 2025; Sernapesca, 2026). Son informes de laboratorio, no brotes. El informe de 2025 incluye la yersiniosis entre las causas de mortalidad secundaria del salmón del Atlántico, pero esta ficha no pudo extraer el porcentaje.

Marco regulatorio. La yersiniosis no es una enfermedad de alto riesgo y no figura en la Res. Ex. 2858/2024 (Subpesca, 2024). No es de notificación obligatoria ni tiene programa específico.

Fase productiva y factores de riesgo

En el salmón del Atlántico de Noruega, la enfermedad se presenta sobre todo en agua dulce o poco después del traslado al mar, y se cree que la transmisión ocurre principalmente en agua dulce. Desde 2016 han aumentado los brotes tardíos en el mar, después del traslado, los despiojes o los manejos (Instituto Veterinario de Noruega, s. f.).

Los factores descritos son:

• Temperatura: la enfermedad es más grave entre 15 y 18 °C y disminuye a 10 °C o menos (Wade, 2019).
• Estrés: en truchas portadoras sin estrés, la transmisión se produjo solo al subir la temperatura (Kumar et al., 2015).
• Manejos: los brotes en el mar siguen a traslados, despiojes y otros manejos (Instituto Veterinario de Noruega, s. f.).

Los datos chilenos de 2025, con más informes en el mar que en agua dulce, sugieren que en Chile la fase de mar es relevante, aunque los informes de laboratorio no permiten saber en qué etapa se infectaron los peces.

Signos clínicos

Los signos descritos son (Kumar et al., 2015):

• Hemorragias bajo la piel en la boca, alrededor de ella y en la garganta, que dan el nombre de “boca roja”.
• Exoftalmia.
• Oscurecimiento de la piel.
• Peces que nadan cerca de la superficie, letárgicos y sin apetito.

Los brotes suelen empezar con mortalidad baja que se mantiene en el tiempo y termina en pérdidas acumuladas altas (Kumar et al., 2015).

Hallazgos de necropsia

Los hallazgos internos descritos son (Kumar et al., 2015):

• Petequias en el hígado, el páncreas, los ciegos pilóricos y la vejiga natatoria.
• Bazo aumentado de tamaño, casi negro.
• Intestino posterior enrojecido, con líquido amarillento y opaco.

En el salmón del Atlántico también se describen hemorragias en las branquias, ascitis y hígado pálido (Instituto Veterinario de Noruega, s. f.).

Histopatología

Las lesiones corresponden a una septicemia (Kumar et al., 2015):

• Hiperemia, edema y descamación en las branquias.
• Necrosis focal en el bazo, el riñón y el hígado.
• Túbulos renales degenerados, glomerulonefritis y aumento de melanomacrófagos.

Diagnóstico de laboratorio

Muestras. Riñón anterior, bazo e intestino de peces moribundos o recién muertos.

Qué pedir al laboratorio. Ante la sospecha, el panel de rutina combina pruebas que confirman el agente y pruebas que descartan otras causas:

Prueba	Muestra	Resultado que apoya el diagnóstico
Cultivo en agar tripticasa soya o agar sangre	Riñón anterior y bazo	Colonias de bacilos Gram negativos
Pruebas bioquímicas	Colonia	Fermenta glucosa, catalasa positiva, oxidasa negativa
PCR o qPCR de Y. ruckeri	Colonia o tejido	Positivo
Serotipificación y biotipo	Colonia	Serotipo y biotipo de la cepa, útiles para evaluar la vacuna
Antibiograma	Colonia	No confirma el diagnóstico; orienta la elección del antimicrobiano
Histopatología	Bazo, riñón, hígado y branquias en fijador	Necrosis focal y lesiones de septicemia
qPCR de Piscirickettsia salmonis	Riñón, hígado y bazo	Negativo, o SRS concurrente
Cultivo de Aeromonas salmonicida atípica	Riñón	Negativo, o furunculosis concurrente

Los medios de cultivo, las pruebas bioquímicas y las PCR vienen de la revisión de Kumar et al. (2015).

Por qué tipificar. Como en Chile se han descrito brotes del serotipo O1b en peces vacunados (Navas et al., 2014), conocer el serotipo de la cepa ayuda a evaluar si la vacuna usada la cubre.

Diagnóstico diferencial

Furunculosis atípica. Produce septicemia con hemorragias en agua dulce y en el mar. El cultivo y la PCR las separan. Ver la ficha de Furunculosis atípica.

Piscirickettsiosis. Comparte la septicemia y el bazo aumentado. La qPCR la identifica. Ver la ficha de Piscirickettsiosis.

Vibriosis. Produce septicemia hemorrágica en el mar, con bacterias Gram negativas. Ver la ficha de Vibriosis.

Flavobacteriosis. En agua dulce, produce septicemia y bazo aumentado en alevines. El frotis muestra bacilos largos y delgados. Ver la ficha de Flavobacteriosis.

Tratamiento

El tratamiento es antimicrobiano. Entre los usados contra la enfermedad están la amoxicilina, el ácido oxolínico, la oxitetraciclina, las sulfonamidas potenciadas con trimetoprim y el florfenicol. La bacteria desarrolla resistencia con facilidad al ácido oxolínico, a la oxitetraciclina y a las sulfonamidas potenciadas (Kumar et al., 2015).

Datos chilenos. En 18 cepas de salmón del Atlántico de la Región de Los Lagos, aisladas entre 1993 y 1996, el ácido oxolínico fue el antimicrobiano con menor sensibilidad: 27,7% de las cepas fueron resistentes. Todas fueron sensibles a oxitetraciclina, flumequina, florfenicol y sulfametoxazol con trimetoprim (Concha, 1998). Las cepas de 2011 fueron muy sensibles a sulfametoxazol con trimetoprim, oxitetraciclina, ampicilina y enrofloxacino (Bastardo et al., 2011). Esta ficha no encontró datos chilenos de sensibilidad más recientes.

En el informe de uso de antimicrobianos de 2024, la yersiniosis no aparece desglosada entre las enfermedades tratadas (Sernapesca, 2025). El producto, la dosis y la duración los define el médico veterinario tratante con la receta correspondiente.

Prevención

Vacunas. La vacuna clásica es una bacterina inactivada del serotipo O1, biotipo 1, que se aplica por inmersión, inyección o vía oral. Como las vacunas monovalentes fallan contra el biotipo 2, se desarrolló una vacuna bivalente (Kumar et al., 2015). En Noruega se usa una vacuna inyectable desde 2020 (Instituto Veterinario de Noruega, s. f.). El listado de productos con registro provisional del SAG de 2022 no incluye vacunas contra Y. ruckeri (SAG, 2022). Esta ficha no revisó el listado de productos con registro definitivo.

Medidas de manejo. A partir de la evidencia revisada:

• Tipificar las cepas de los brotes para saber si la vacuna usada las cubre.
• Reducir el estrés y los manejos en los períodos de mayor temperatura.
• Vigilar las semanas siguientes al traslado al mar y a los despiojes.
• Considerar a los peces portadores, que pueden transmitir la bacteria sin mostrar signos.

Impacto productivo

La yersiniosis estuvo controlada por la vacunación en Chile, pero los brotes en peces vacunados desde 2008 y el aumento de los informes de laboratorio en el mar de Aysén entre 2024 y 2025 indican que sigue activa. La tipificación de las cepas y la evaluación de la cobertura de las vacunas son las herramientas para dimensionar el problema.

Referencias

1. Avendaño-Herrera R, Tapia-Cammas D, Aedo A, Saldivia P, Ortega C, Irgang R. Disease caused by Yersinia ruckeri serotype O2b found in Chilean-farmed coho salmon, Oncorhynchus kisutch (Walbaum, 1792). Journal of Fish Diseases. 2017;40(2):279-285. https://doi.org/10.1111/jfd.12502
2. Bastardo A, Bohle H, Ravelo C, Toranzo AE, Romalde JL. Serological and molecular heterogeneity among Yersinia ruckeri strains isolated from farmed Atlantic salmon Salmo salar in Chile. Diseases of Aquatic Organisms. 2011;93(3):207-214. https://doi.org/10.3354/dao02296
3. Bastardo A, Ravelo C, Romalde JL. Phylogeography of Yersinia ruckeri reveals effects of past evolutionary events on the current strain distribution and explains variations in the global transmission of enteric redmouth (ERM) disease. Frontiers in Microbiology. 2015;6:1198. https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.01198
4. Concha F. Caracterización bioquímica, electroforética y sensibilidad antibiótica de cepas de Yersinia ruckeri aisladas desde salmón del Atlántico. Tesis de Médico Veterinario, Universidad Austral de Chile. 1998.
5. Instituto Veterinario de Noruega. Yersiniosis in fish (Yersinia ruckeri). Sin fecha. https://www.vetinst.no/en/diseases/yersiniosis-in-fish—yersinia-ruckeri
6. Kumar G, Menanteau-Ledouble S, Saleh M, El-Matbouli M. Yersinia ruckeri, the causative agent of enteric redmouth disease in fish. Veterinary Research. 2015;46:103. https://doi.org/10.1186/s13567-015-0238-4
7. Navas E, Bohle H, Henríquez P, Grothusen H, Bustamante F, Bustos P, Mancilla M. Draft genome sequence of the fish pathogen Yersinia ruckeri strain 37551, serotype O1b, isolated from diseased, vaccinated Atlantic salmon (Salmo salar) in Chile. Genome Announcements. 2014;2(4):e00858-14. https://doi.org/10.1128/genomeA.00858-14
8. Servicio Agrícola y Ganadero (SAG). Productos biológicos inmunológicos con registro provisional, salmónidos. Julio de 2022.
9. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura. Informe de situación sanitaria de la salmonicultura, año 2024. 2025.
10. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura. Informe sobre uso de antimicrobianos y antiparasitarios en la salmonicultura nacional, año 2024. Julio de 2025.
11. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura. Informe de situación sanitaria de la salmonicultura, año 2025. Marzo de 2026.
12. Subsecretaría de Pesca y Acuicultura (Subpesca). Resolución Exenta 2858/2024, que actualiza y reemplaza la clasificación de enfermedades de alto riesgo. Diciembre de 2024.
13. Wade J. Characterization of Yersinia ruckeri and enteric redmouth disease (ERM) to inform pathogen transfer risk assessments in British Columbia. DFO Canadian Science Advisory Secretariat, Research Document 2019/022. 2019.