Caligus rogercresseyi

Taxonomía y morfología

Copépodo de la familia Caligidae. Los piojos de mar de los géneros Caligus y Lepeophtheirus son crustáceos copépodos, parásitos de peces marinos en todo el mundo (Zajac et al., 2021).

La especie chilena. C. rogercresseyi fue descrita en 2000 a partir de los piojos de los centros de cultivo del sur de Chile; antes se identificaba como Caligus flexispina (Boxshall y Bravo, 2000).

Cómo se reconoce. Se ve a simple vista. Tiene un cefalotórax grande que funciona como una ventosa para mantenerse sobre el pez, y la hembra, más grande que el macho, suele llevar dos sacos de huevos largos (Zajac et al., 2021).

Tamaño:

• Estadios planctónicos: 425 a 658 µm (Sernapesca, 2022).
• Chalimus: Sernapesca (2022) los clasifica como juveniles, de 0,8 a 4,2 mm.
• Adultos: sobre 4,2 mm (Sernapesca, 2022). Zajac et al. (2021) dan 5 a 8 mm para los piojos de mar en general.

Una discusión de nombres. Piasecki et al. (2023) proponen dejar de usar “chalimus” y “preadulto” y contar todos los estadios como copepoditos numerados, porque en los calígidos lo que cambia entre ellos es el desarrollo del filamento frontal. Esta ficha usa los nombres del programa de Sernapesca, que son los que se usan en Chile.

Hospedadores y localización

Salmónidos cultivados. El salmón del Atlántico y la trucha arcoíris son los hospedadores principales. En un estudio temprano la trucha fue la más susceptible y en el coho el piojo rara vez llegó a adulto (González et al., 2000). En un desafío de 2019, el salmón del Atlántico retuvo muchos más piojos que el coho a los siete días (Pontigo et al., 2019).

Peces silvestres. Peces nativos como el róbalo, el lenguado y el pejerrey actúan como reservorio fuera de los centros (Sernapesca, 2022).

En el pez. Los chalimus quedan fijos a la piel y las aletas; los adultos se mueven sobre la superficie y se alimentan de mucus, piel y sangre (Zajac et al., 2021).

Ciclo biológico

Directo, con ocho estadios (González y Carvajal, 2003):

1. Nauplio I y nauplio II. De nado libre.
2. Copepodito. Último estadio libre y el infectante.
3. Chalimus I a IV. Fijos al pez.
4. Adulto. Machos y hembras móviles; la hembra produce los sacos de huevos.

La temperatura manda. El ciclo completo tomó 45 días a 10,3 °C, 31 a 32 días a 12,4 a 12,8 °C y 26 días a 15,2 °C (González y Carvajal, 2003). La ficha de caligidosis reúne además el umbral de temperatura bajo el cual el desarrollo se detiene.

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: en meses cálidos caben más generaciones por temporada, y los piojos que sobreviven a un tratamiento llegan antes a formar una nueva cohorte de hembras ovígeras. Por eso el intervalo entre tratamientos que funciona en invierno no sirve en verano.

Situación en Chile

Programa oficial. La caligidosis está en la lista de enfermedades de alto riesgo desde 2007 y se maneja con el Programa Sanitario Específico de Vigilancia y Control de Sernapesca, Res. Ex. 60/2022, modificada varias veces (Sernapesca, 2022).

Cuántos piojos hay. En 2025, el promedio semanal máximo de hembras ovígeras fue 3,0 en Los Lagos, 3,6 en Aysén y 0,3 en Magallanes (Sernapesca, 2026).

Los umbrales (Sernapesca, 2022):

• Un promedio de 3,0 o más hembras ovígeras por pez clasifica al centro como de alta diseminación.
• Sobre 9,0, el centro enfrenta restricciones de cosecha.
• Los centros que usan métodos no farmacológicos en al menos la mitad de sus jaulas pueden evitar esa clasificación.

Uso de antiparasitarios. En 2024 se usaron cerca de 4.769 kg de antiparasitarios sin contar el peróxido de hidrógeno: azametifos 52,3%, hexaflumurón 44,7%, benzoato de emamectina 2,9% y deltametrina 0,1%. El peróxido de hidrógeno superó las 12.000 toneladas, casi todo en salmón del Atlántico (Sernapesca, 2025).

Hábitat futuro. Un modelo de hábitat estimó cómo cambiaría la idoneidad del sur de Chile para el piojo con el clima (Lepe-Lopez et al., 2020); los detalles están en la ficha de caligidosis.

Enfermedades que causa

• En salmónidos: caligidosis.

Daño. El piojo causa daño físico, enzimático e inflamatorio donde se fija y se alimenta, con lesiones ulcerativas y hemorrágicas en la piel (Zajac et al., 2021). En salmón del Atlántico se asoció a erosión de las aletas (González et al., 2020).

¿Vector de otras enfermedades? La abundancia de piojos adultos se asoció a la mortalidad por piscirickettsiosis en el campo (Arriagada et al., 2019), pero un estudio no detectó Piscirickettsia salmonis en ningún estadio del parásito (Labra et al., 2020). También se estudió su posible papel en la transmisión del virus ISA (Oelckers et al., 2015). Es una inferencia de Evidencia Vet: la asociación está documentada, pero su papel como vector no está demostrado.

Diagnóstico parasitológico

El conteo es el diagnóstico. En la caligidosis lo que se mide es la carga: cuántas hembras ovígeras, juveniles y adultos móviles hay por pez, contados cada semana según la guía de vigilancia de Sernapesca (Sernapesca, 2022).

Cómo reconocer los estadios. A simple vista o con lupa: las hembras ovígeras por sus dos sacos de huevos, los adultos móviles por su cefalotórax en escudo, y los chalimus porque quedan fijos (Zajac et al., 2021; Sernapesca, 2022).

Identificación molecular. El genoma de C. rogercresseyi está ensamblado a nivel de cromosomas (Gallardo-Escárate et al., 2021), lo que facilita la identificación y el estudio de marcadores de resistencia.

Lo que no hace el conteo. Es una inferencia de Evidencia Vet: el conteo no mide la sensibilidad del piojo a los fármacos. Para eso se necesitan bioensayos, y la vigilancia oficial de sensibilidad está suspendida desde 2024 (Sernapesca, 2022).

Control y antiparasitarios

Opciones en Chile (Sernapesca, 2025):

• Baños con azametifos (organofosforado) y deltametrina (piretroide), con límites de kilos por centro y ciclo.
• Hexaflumurón, inhibidor de la síntesis de quitina.
• Benzoato de emamectina, por vía oral.
• Peróxido de hidrógeno, en baños.

Agua dulce. Los baños de agua dulce de más de 2,5 horas mataron cerca del 95% de los juveniles; los baños cortos dejan sobrevivientes y podrían seleccionar resistencia (Mancilla-Schulz et al., 2025).

Límites del programa. En 2022 el programa fijó un máximo de 43 kg de piretroides y organofosforados por centro y ciclo en Los Lagos y Aysén, y 23 kg en Magallanes (Sernapesca, 2022).

El tratamiento lo define el médico veterinario del centro, dentro del programa oficial.

Resistencia antiparasitaria

Documentada en Chile (Sernapesca, 2022; Lepe-Lopez et al., 2020):

• Azametifos: la eficacia mediana bajó de 99,4% en 2016 a 70,6% en 2021.
• Deltametrina: eficacia entre 62,3% y 76,1% en el mismo período.
• Benzoato de emamectina: el parásito desarrolló resistencia.
• Peróxido de hidrógeno: se mantuvo sobre 88,5%.

La vigilancia se suspendió. El monitoreo oficial de sensibilidad está suspendido desde la Res. Ex. 2496/2024 (Sernapesca, 2022).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: con dos familias de fármacos de baño perdiendo eficacia, sin datos oficiales de sensibilidad desde 2024 y con el peróxido de hidrógeno como principal herramienta, cada tratamiento con baja eficacia selecciona piojos menos sensibles. Rotar mecanismos de acción y medir la eficacia de cada baño es la forma de no repetir lo que ya pasó con la emamectina.

Riesgo zoonótico

No es zoonótico. Es un parásito exclusivo de peces.

Lo que no se sabe

• Cuál es la sensibilidad actual del piojo a cada fármaco, porque la vigilancia oficial está suspendida desde 2024.
• Si el piojo transmite Piscirickettsia salmonis o el virus ISA, o solo agrava la enfermedad.
• Cuánto aportan los peces silvestres a la carga de los centros.
• Si una vacuna llegará a reducir la carga en el campo: no se encontró una evaluación independiente en terreno.

Referencias

Biología y libro

1. Boxshall, G. A., & Bravo, S. (2000). On the identity of the common Caligus (Copepoda: Siphonostomatoida: Caligidae) from salmonid netpen systems in southern Chile. Contributions to Zoology, 69, 137-146.
2. González, L., & Carvajal, J. (2003). Life cycle of Caligus rogercresseyi (Copepoda: Caligidae) parasite of Chilean reared salmonids. Aquaculture, 220, 101-117.
3. Piasecki, W., Venmathi Maran, B. A., & Ohtsuka, S. (2023). Are we ready to get rid of the terms “chalimus” and “preadult” in the caligid (Crustacea: Copepoda: Caligidae) life cycle nomenclature? Pathogens, 12(3), 460. https://doi.org/10.3390/pathogens12030460
4. Zajac, A. M., Conboy, G. A., Little, S. E., & Reichard, M. V. (2021). Parasites of fish. En Veterinary clinical parasitology (9.ª ed., pp. 347-366). Wiley-Blackwell.

Estudios

5. Arriagada, G., Hamilton-West, C., Nekouei, O., Foerster, C., Müller, A., Lara, M., et al. (2019). Caligus rogercresseyi infestation is associated with Piscirickettsia salmonis-attributed mortalities in farmed salmonids in Chile. Preventive Veterinary Medicine, 171, 104771. https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2019.104771
6. Gallardo-Escárate, C., Valenzuela-Muñoz, V., Nuñez-Acuña, G., Valenzuela-Miranda, D., Gonçalves, A. T., Escobar-Sepúlveda, H., et al. (2021). Chromosome-scale genome assembly of the sea louse Caligus rogercresseyi by SMRT sequencing and Hi-C analysis. Scientific Data, 8, 60. https://doi.org/10.1038/s41597-021-00842-w
7. González, L., Carvajal, J., & George-Nascimento, M. (2000). Differential infectivity of Caligus flexispina (Copepoda, Caligidae) in three farmed salmonids in Chile. Aquaculture, 183, 13-23.
8. González, M. P., Marín, S. L., Mancilla, M., Cañon-Jones, H., & Vargas-Chacoff, L. (2020). Fin erosion of Salmo salar (Linnaeus 1758) infested with the parasite Caligus rogercresseyi (Boxshall & Bravo 2000). Animals, 10(7), 1166. https://doi.org/10.3390/ani10071166
9. Labra, A., Bravo, S., & Marshall, S. H. (2020). Defining the role of Caligus rogercresseyi in transmission and spreading of Piscirickettsia salmonis. Aquaculture, 528.
10. Lepe-Lopez, M., Escobar-Dodero, J., Zimin-Veselkoff, N., Azat, C., & Mardones, F. O. (2020). Assessing the present and future habitat suitability of Caligus rogercresseyi (Boxshall and Bravo, 2000) for salmon farming in southern Chile. Frontiers in Veterinary Science, 7, 615039. https://doi.org/10.3389/fvets.2020.615039
11. Mancilla-Schulz, J., Vivar, D., Santana, J., Peralta, A., Schulze, F., Espinoza, M., et al. (2025). Effectiveness of freshwater on Caligus rogercresseyi juveniles. Journal of Fish Diseases. https://doi.org/10.1111/jfd.70045
12. Oelckers, K., Vike, S., Duesund, H., González, J., Nylund, A., & Yany, G. (2015). Caligus rogercresseyi: posible vector en la transmisión horizontal del virus de la anemia infecciosa del salmón (ISAv). Latin American Journal of Aquatic Research, 43(2), 380-387.
13. Pontigo, J. P., Saravia, J., Oyarzún, R., González, M. P., Hawes, C., Morera, F. J., et al. (2019). Modulation of the expression of immune-related gene in Atlantic and coho salmon during infestation with the sea lice Caligus rogercresseyi. Fishes, 4(3), 42.

Fuentes oficiales de Chile

14. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura (Sernapesca). (2022). Informe técnico: nuevo programa de vigilancia y control de caligidosis. Enero de 2022.
15. Sernapesca. (2025). Informe de uso de antimicrobianos y antiparasitarios en la salmonicultura nacional, año 2024. Julio de 2025.
16. Sernapesca. (2026). Informe de situación sanitaria de la salmonicultura en centros marinos, año 2025. Marzo de 2026.
17. Sernapesca. Programa Sanitario Específico de Vigilancia y Control de Caligidosis: Res. Ex. 60/2022, Res. Ex. 2496/2024 y Res. Ex. 2385/2026.