Cómo hacer un buen examen coproparasitario

Por qué la muestra importa tanto como la técnica

Un resultado vale lo que vale la muestra. Una técnica muy sensible no corrige una muestra vieja, escasa o de otro animal. La mayoría de los errores del examen coproparasitario se producen antes de llegar al microscopio.

El parasitismo es frecuente. En un estudio en parques, el 20,7% de los perros tenía al menos un parásito, y más del 11% de los perros adultos está parasitado (Barrantes Murillo y Duncan, 2026). En perros de criaderos de la Región Metropolitana, el 42,5% de 120 perros tenía parásitos intestinales, y el 80% de los positivos eran cachorros (Correa Robles, 2014).

Con preventivo también se examina. El examen periódico sirve para comprobar que el producto funciona, que el tutor lo da y que no hay parásitos que el preventivo mensual no cubre o que resisten (Barrantes Murillo y Duncan, 2026). CAPC recomienda al menos cuatro exámenes en el primer año de vida y al menos dos al año en adultos (CAPC, 2025).

Toma de la muestra

Que sea del animal correcto (Conboy, 2025):

• Perro: solo heces recogidas apenas se depositan, para asegurar que son de ese perro.
• Gato: limpiar el arenero y recoger la siguiente deposición.
• Animales de producción: heces frescas del potrero o del galpón, o mejor del recto, con guante.
• Rebaños: muestras de al menos 10 animales, mezcladas en una muestra compuesta.

Envase. Plástico, hermético y rotulado (Conboy, 2025).

Cuánta muestra (Conboy, 2025):

Técnica	Cantidad de heces
Flotación con centrifugación	3 a 5 g (una cucharadita)
Sedimentación simple	1 a 2 g
Sedimentación para trematodos	2 g
Baermann	10 a 20 g
McMaster	4 g
Wisconsin (doble centrifugación)	3 g

El hisopo rectal no basta. Lo poco que sale con el termómetro o con un asa rectal no sirve para el examen de rutina, porque se pierden las infecciones que eliminan pocos huevos (Zajac et al., 2021). Cuando se sospechan larvas pulmonares, hay que pedir al tutor una deposición completa.

Animales de producción. Las muestras rectales son obligatorias cuando se buscan larvas pulmonares o se va a hacer un coprocultivo, para no confundirlas con nematodos de vida libre. Sacar el aire de la bolsa antes de cerrarla, además de refrigerar, frena el desarrollo de los huevos de estrongílidos (Zajac et al., 2021).

Conservación y envío

Tiempo (Conboy, 2025):

• Si la muestra no se procesa dentro de 2 horas, se refrigera a 4 °C.
• No sirven las heces con más de 6 horas a temperatura ambiente ni las que estuvieron mucho tiempo sobre tierra o pasto, porque pueden entrar nematodos de vida libre.
• En animales de producción, los huevos sin refrigerar pueden desarrollarse y eclosionar en el mismo día.
• Las heces no se congelan, porque la congelación deforma los huevos (Zajac et al., 2021).

Baermann. La muestra debe ser fresca y nunca congelada (Barrantes Murillo y Duncan, 2026). Se entrega dentro de 2 horas o se refrigera de inmediato y se entrega en 2 a 3 días (Conboy, 2025).

Trofozoítos. Para ver trofozoítos de Giardia o tricomonas en un frotis directo, las heces deben examinarse dentro de 20 minutos desde la deposición según Conboy (2025), o de 30 minutos según Zajac et al. (2021). El trofozoíto muere poco después de salir.

Envío a otro laboratorio. Las heces frescas viajan con unidades refrigerantes. Para conservar huevos de helmintos se agrega formalina tamponada al 5% a 10%, en un volumen igual al de la muestra, lo que además inactiva otros agentes infecciosos. Para conservar trofozoítos se necesitan fijadores especiales, como el alcohol polivinílico (Zajac et al., 2021).

Las placas no viajan. En una placa de flotación, la solución deforma los huevos en pocas horas, aunque se selle el cubreobjetos. Refrigerada en un recipiente cubierto y húmedo, se conserva de horas a algunos días (Zajac et al., 2021).

PCR. El ADN de Cryptosporidium y de Dipylidium en heces se mantiene estable 10 días a 4 °C (CAPC, s.f.-b; CAPC, s.f.-c).

Cuántas muestras

Un negativo no descarta. La eliminación de huevos, quistes y larvas es intermitente. Antes de descartar parasitismo se recomienda examinar tres muestras en días seguidos o en 7 a 10 días (Conboy, 2025).

Giardia. ESCCAP recomienda tres muestras recolectadas en 3 a 5 días (ESCCAP, 2025b).

Muestra seriada en Chile. En el estudio de criaderos de la Región Metropolitana, cada muestra fue un conjunto de heces recolectadas en tres días alternos (Correa Robles, 2014).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: juntar las tres deposiciones en un mismo frasco refrigerado es una forma práctica de repetir sin triplicar el costo, siempre que cada deposición se refrigere apenas se recoge.

Qué técnica pedir según la sospecha

Se sospecha	Técnica de elección	Por qué
Ascáridos, anquilostomas, Trichuris, ténidos	Flotación con centrifugación	Recupera más huevos que la flotación pasiva, sobre todo los huevos con tapones de Trichuris y capiláridos (Conboy, 2025)
Giardia	Flotación con sulfato de zinc (densidad 1,18) y centrifugación, más antígeno	El azúcar colapsa los quistes (CAPC, s.f.-a). El antígeno sumado a la flotación diagnostica más casos (Barrantes Murillo y Duncan, 2026)
Trofozoítos de Giardia o tricomonas	Frotis directo en suero fisiológico	Solo con heces de menos de 20 minutos (Conboy, 2025)
Cryptosporidium	Tinción ácido alcohol resistente o flotación con azúcar	Los ooquistes, de 4 a 6 µm, se tiñen de rojo o rosado y flotan justo bajo el cubreobjetos (CAPC, s.f.-b)
Fasciola y otros trematodos	Sedimentación	Los huevos operculados no flotan bien (Conboy, 2025)
Larvas pulmonares (Aelurostrongylus, metastrongílidos)	Baermann, repetido	La eliminación de larvas es esporádica (Conboy, 2025)
Dipylidium	Ver proglótidos, antígeno o PCR	La flotación lo detecta mal (ESCCAP, 2025a)
Huevos de ténido en zona de hidatidosis	PCR o coproantígeno	Los huevos de Echinococcus y Taenia son iguales al microscopio (ESCCAP, 2025a)
Resistencia a antihelmínticos	Conteo de huevos por gramo antes y después del tratamiento	McMaster o Wisconsin (Barrantes Murillo y Duncan, 2026)

Lo que no detecta la flotación. Trofozoítos de protozoos, larvas de nematodos, huevos de espirúridos y acantocéfalos, y huevos operculados (Conboy, 2025).

En el laboratorio: el orden del examen

1. Mirar la muestra. Antes de procesar se anota la consistencia, el color y si hay sangre o moco, y se buscan gusanos adultos o segmentos de tenia. Las heces oscuras y alquitranadas orientan a anquilostomas, y las diarreicas con moco y sangre fresca, a Trichuris (Zajac et al., 2021). Los proglótidos son el hallazgo más útil para Dipylidium (ESCCAP, 2025a).

2. Frotis directo. Una pizca de heces en una gota de suero fisiológico, nunca agua, porque el agua destruye los trofozoítos. El grosor correcto es el que deja leer letra impresa a través de la preparación. Se lee a 10X y 40X; el movimiento es lo que delata al trofozoíto, así que primero se mira sin teñir y después se agrega lugol, que realza los quistes pero mata los trofozoítos (Zajac et al., 2021). Por la poca muestra, da muchos falsos negativos y no sirve como examen de rutina (Conboy, 2025; Zajac et al., 2021).

3. Flotación con centrifugación. Es la mejor técnica para la flotación de rutina, con cualquier solución, y es obligatoria con sulfato de zinc al 33% y con azúcar (Zajac et al., 2021). En resumen:

1. Mezclar 3 a 5 g de heces con un poco de solución y colar con gasa doble o colador de té a un tubo de 15 mL. Si hay mucha grasa o moco, se hace antes un lavado con agua.
2. Centrifugar unos 5 minutos a 500 a 650 g, con el cubreobjetos puesto si el rotor es de tubos colgantes.
3. Dejar que la centrífuga se detenga sin freno, porque el frenazo desprende los huevos de la superficie.
4. Si se centrifugó sin cubreobjetos, completar hasta un menisco positivo, poner el cubreobjetos y esperar 5 a 10 minutos más.
5. Pasar el cubreobjetos a un portaobjetos y recorrer toda la superficie a 10X.

Los protocolos publicados varían: Conboy (2025) centrifuga 10 minutos a 650 g. La página de flotación fecal compara los protocolos y trae las recetas de las soluciones.

Flotación pasiva y kits. La flotación sin centrífuga, dejando el tubo al menos 10 minutos, detecta bastante menos. Los kits comerciales son cómodos, pero usan menos heces y no se pueden centrifugar (Zajac et al., 2021).

4. Técnicas dirigidas. Sedimentación, Baermann, tinciones o conteos, según la sospecha.

Las soluciones de flotación (Barrantes Murillo y Duncan, 2026; Conboy, 2025):

Solución	Densidad	Para qué sirve	Limitación
Sulfato de zinc	1,18 a 1,20	Quistes de Giardia	A 1,18 flotan menos huevos de helmintos
Azúcar de Sheather	1,20 a 1,28	Cryptosporidium; recupera mejor los huevos de tenia y los de nematodos más densos; deforma menos que las sales	Viscosa y pegajosa; no recupera la mayoría de los huevos de trematodos; menos eficaz que el sulfato de zinc para Giardia
Nitrato de sodio	1,18 a 1,20	La mayoría de los huevos de helmintos y quistes de protozoos
Cloruro de sodio saturado	1,18 a 1,20	La mayoría de los huevos de helmintos y quistes de protozoos	Corroe el metal
Sulfato de magnesio saturado	1,32	Huevos de helmintos y quistes de protozoos	A mayor densidad flota más detrito

Por qué importa la densidad. La solución debe ser más densa que el huevo que se busca. Mientras más alta es la densidad, más tipos de huevos flotan y mayor es la proporción recuperada, pero también flota más detrito y los huevos se deforman antes; por eso las soluciones útiles van de 1,18 a 1,30 (Zajac et al., 2021). Algunas densidades aproximadas (Zajac et al., 2021):

Huevo	Densidad
Ancylostoma caninum	1,06
Toxocara canis	1,09
Toxocara cati	1,10
Trichuris vulpis	1,15
Taenia sp.	1,23

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: con una solución salina de 1,18 a 1,20, el huevo de ténido queda en el límite o por debajo de lo que flota. En una zona con hidatidosis, la flotación con azúcar es la mejor opción para no perderlo.

Las sales cristalizan. Las placas preparadas con cualquier solución salina se leen pronto, porque al secarse se forman cristales que dañan los huevos (Zajac et al., 2021).

Técnicas usadas en Chile. En el estudio de criaderos de la Universidad de Chile se usaron examen directo, flotación, el método de concentración de Telemann modificado y la tinción de Ziehl-Neelsen modificada para Cryptosporidium (Correa Robles, 2014). Es una inferencia de Evidencia Vet: el Telemann es una sedimentación por centrifugación con formalina y un solvente, de la misma familia que la sedimentación con formalina y acetato de etilo que describe Zajac et al. (2021) para huevos que no flotan.

Cómo leer la placa

Aumento. El objetivo de 10X es el estándar de lectura; con el de 4X se ven los huevos de helmintos, pero se pierden los protozoos. El de 40X se usa para confirmar y para buscar Cryptosporidium y Giardia. El de inmersión no se usa en flotaciones. Hay que recorrer en forma sistemática toda el área bajo el cubreobjetos, empezando por una esquina (Zajac et al., 2021; Conboy, 2025).

Siempre con cubreobjetos. Sin él, la placa se seca antes, no queda un plano de foco parejo y no se puede usar el 40X (Zajac et al., 2021).

Contraste y foco. Los huevos tienen poco color, así que se baja la luz o se cierra el diafragma. Mover el foco fino arriba y abajo ayuda, porque los huevos de helmintos y los ooquistes suelen quedar a alturas un poco distintas (Zajac et al., 2021).

Medir. Un micrómetro ocular calibrado para cada objetivo permite medir huevos y ooquistes, y el tamaño es muchas veces lo que separa especies (Conboy, 2025). Las medidas de cada parásito están en sus fichas y en el atlas de este manual.

Leer pronto. Las placas deben leerse sin demora, y el resultado depende mucho del entrenamiento de quien mira (Barrantes Murillo y Duncan, 2026). Las placas con solución azucarada pueden refrigerarse unos días para volver a revisarlas (Conboy, 2025).

Falsos positivos. Un perro coprófago o un gato que caza pueden tener en sus heces huevos u ooquistes de otros animales o de sus presas sin estar infectados: son los parásitos espurios. Los seudoparásitos, en cambio, son objetos que se parecen a parásitos, como polen, pelos de plantas, ácaros de alimentos, esporas de hongos o burbujas de aire (Zajac et al., 2021; Conboy, 2025). El atlas de este manual describe los más comunes.

Cómo salir de la duda. Ante un posible parásito espurio, se repite el examen después de 2 a 3 días con el perro o el gato confinado o paseado con correa, para que no coma heces ni cace (Zajac et al., 2021).

Control de calidad

El examen coproparasitario rara vez se controla, pero estas medidas lo hacen consistente (Zajac et al., 2021):

• Densímetro. Medir la densidad de cada solución al prepararla y al menos una vez al mes si se usa por mucho tiempo.
• Micrómetro. Medir lo que se ve y recalibrar el microscopio cada cierto tiempo.
• Entrenamiento. Que quien hace los exámenes esté bien entrenado: un ayudante con instrucción mínima confunde burbujas con coccidios y pierde los parásitos pequeños.
• Contraprueba. Enviar cada cierto tiempo duplicados de muestras positivas y negativas a un laboratorio de diagnóstico.
• Microscopio. Limpiar los lentes con regularidad y hacer una mantención profesional cada pocos años.

Cómo informar el resultado

Es una inferencia de Evidencia Vet a partir de las fuentes revisadas. Un informe útil incluye:

• La técnica y la solución usadas. Un negativo por flotación pasiva no equivale a un negativo por flotación con centrifugación y sulfato de zinc.
• El parásito al nivel que se pudo identificar. “Huevos de ténido” y no “Echinococcus”, si no hubo PCR; “Toxocara spp.” si no se midió el huevo.
• El estadio encontrado. Huevo, quiste, ooquiste, larva o proglótido.
• Una estimación de cantidad, cualitativa o en huevos por gramo si se hizo un conteo.
• Una advertencia cuando es negativo: que un solo examen no descarta parasitismo.

Pruebas que complementan la microscopía

Antígeno en heces. Hay pruebas para ascáridos, anquilostomas, Trichuris, Dipylidium, Giardia y Cystoisospora. Detectan anquilostomas en la prepatencia y Dipylidium, que la flotación pierde (Barrantes Murillo y Duncan, 2026).

PCR. Necesita menos heces y llega a la especie, pero no distingue estadios ni confirma una infección activa, porque puede detectar ADN de huevos inviables o parásitos muertos (Barrantes Murillo y Duncan, 2026). En anquilostomas, además puede buscar marcadores de resistencia (CAPC, s.f.-d).

Después del tratamiento. El ELISA de Giardia sigue positivo tras la recuperación, por lo que no sirve para controlar la respuesta ni para dar de alta en una guardería (Conboy, 2025).

Lectura con inteligencia artificial. Un sistema de centrifugación con lectura automática alcanzó sensibilidades de 65,7% a 100% frente a la flotación con centrifugación convencional, mientras que la flotación pasiva de un kit comercial alcanzó 56,4% a 91,7%. Con Giardia, la sensibilidad del algoritmo bajó a 75,8% y subió a 95,2% al excluir muestras con 10 quistes por gramo o menos (Nagamori et al., 2021).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: esas cifras muestran el costo de la flotación pasiva. Un kit sin centrifugar puede perder casi la mitad de algunas infecciones que la centrifugación encuentra.

Errores frecuentes

Error	Qué produce	Fuente
Usar heces recogidas del suelo o viejas	Larvas de vida libre, huevos eclosionados, falsos positivos o negativos	Conboy (2025)
Un solo examen negativo como descarte	Infecciones intermitentes no detectadas	Conboy (2025)
Frotis directo muy grueso	No se ven los detalles	Conboy (2025); Barrantes Murillo y Duncan (2026)
Flotación pasiva teniendo centrífuga	Menos huevos recuperados	Barrantes Murillo y Duncan (2026)
Sulfato de zinc a 1,18 como única solución	Se pierden muchos huevos de helmintos	Barrantes Murillo y Duncan (2026)
Azúcar para buscar Giardia	Quistes colapsados	CAPC (s.f.-a)
Muestra congelada para Baermann	Larvas muertas que no migran	Barrantes Murillo y Duncan (2026)
Congelar la muestra para una flotación	Huevos deformados	Zajac et al. (2021)
Leer sin cubreobjetos o a 4X	Protozoos que pasan inadvertidos	Zajac et al. (2021)
Solución sin medir con densímetro	Flotación incierta	Zajac et al. (2021)
Informar conteos de McMaster bajo su límite de detección, de 25 a 50 huevos por gramo	Falsa precisión	Barrantes Murillo y Duncan (2026)
Leer una PCR positiva como infección activa	Tratamientos innecesarios	Barrantes Murillo y Duncan (2026)
Usar el ELISA de Giardia como control postratamiento	Animales tratados de nuevo sin necesidad	Conboy (2025)

Lo que no se sabe

• No se encontró un protocolo nacional que estandarice el examen coproparasitario veterinario en Chile, ni datos sobre qué técnicas usan las clínicas.
• Las técnicas de Telemann y las de flotación no se han comparado en muestras de perros y gatos chilenos en las fuentes revisadas.

Referencias

Manuales y guías

1. Barrantes Murillo, D. F., & Duncan, K. T. (2026). Comparison of current fecal examination techniques for diagnosing parasites in companion animals. Today’s Veterinary Practice, septiembre-octubre de 2026. https://todaysveterinarypractice.com/wp-content/uploads/sites/4/2026/08/TVP-2026-0910_FecalExam.pdf
2. Companion Animal Parasite Council. (2025). Ascarid: Toxocara canis, Toxocara cati, Toxascaris leonina. https://capcvet.org/guidelines/ascarid/
3. Companion Animal Parasite Council. (s.f.-a). Giardia. https://capcvet.org/guidelines/giardia/
4. Companion Animal Parasite Council. (s.f.-b). Cryptosporidium. https://capcvet.org/guidelines/cryptosporidium/
5. Companion Animal Parasite Council. (s.f.-c). Dipylidium caninum. https://capcvet.org/guidelines/dipylidium-caninum/
6. Companion Animal Parasite Council. (s.f.-d). Hookworms. https://capcvet.org/guidelines/hookworms/
7. Conboy, G. (2025). Parasitology in veterinary practice. En MSD Veterinary Manual (revisión de mayo de 2025). https://www.msdvetmanual.com/veterinary/clinical-pathology-and-procedures/diagnostic-procedures-for-the-private-practice-laboratory/parasitology
8. ESCCAP. (2025a). Worm control in dogs and cats (Guideline 01, 7.ª ed., junio de 2025). https://www.esccap.org/guidelines/gl1/
9. ESCCAP. (2025b). Control of intestinal protozoa in dogs and cats (Guideline 06, 3.ª ed., marzo de 2025). https://www.esccap.org/guidelines/gl6/
10. Zajac, A. M., Conboy, G. A., Little, S. E., & Reichard, M. V. (2021). Fecal examination for the diagnosis of parasitism. En Veterinary clinical parasitology (9.ª ed., pp. 1-41). Wiley-Blackwell.

Estudios

11. Correa Robles, M. F. (2014). Fauna parasitaria gastrointestinal en perros de criaderos en la Región Metropolitana de Santiago, Chile [Tesis de pregrado, Universidad de Chile]. https://repositorio.uchile.cl/handle/2250/143088
12. Nagamori, Y., Sedlak, R. H., DeRosa, A., Pullins, A., Cree, T., Loenser, M., Larson, B. S., Smith, R. B., Penn, C., & Goldstein, R. (2021). Further evaluation and validation of the VETSCAN IMAGYST: in-clinic feline and canine fecal parasite detection system integrated with a deep learning algorithm. Parasites & Vectors, 14, 89. https://doi.org/10.1186/s13071-021-04591-y