Toxoplasma gondii

Taxonomía y morfología

Coccidio formador de quistes. Toxoplasma gondii es un protozoo apicomplejo de la familia Sarcocystidae, la misma de Neospora y Hammondia.

Tres formas infectantes (Hartmann et al., 2013):

• Ooquiste: lo elimina el gato en las heces.
• Taquizoíto: se multiplica rápido en los tejidos durante la fase aguda.
• Bradizoíto: se divide lento dentro de quistes en los tejidos, sobre todo en el sistema nervioso, los músculos y las vísceras, y persiste probablemente de por vida.

Ooquiste. Mide 10 × 12 µm sin esporular y no se distingue al microscopio de los de Hammondia y Besnoitia (CAPC, 2025).

Hospedadores y localización

Definitivos. El gato y los demás félidos son las únicas especies que desarrollan infecciones patentes y eliminan ooquistes. La fase sexual solo ocurre en su intestino (CAPC, 2025).

Intermediarios. Las fases asexuales fuera del intestino, taquizoítos y bradizoítos, se dan en todos los mamíferos y aves (CAPC, 2025). El gato también forma quistes en sus propios tejidos, como cualquier hospedador intermediario (CAPC, 2025).

Reactivación. La inmunosupresión puede reactivar los bradizoítos, que vuelven a convertirse en taquizoítos (CAPC, 2025).

Ciclo biológico

En el gato. Después de comer bradizoítos en una presa o en carne cruda, el gato empieza a eliminar ooquistes 3 a 10 días después. Si se infecta con ooquistes, la eliminación empieza 19 a 48 días después (CAPC, 2025). La infección por presas explica hasta el 97% de las infecciones en gatos sin contacto previo; con ooquistes, solo cerca del 20% de los gatos llega a eliminar (Hartmann et al., 2013).

Cuánto elimina. CAPC da un periodo de eliminación activa de 1 a 3 semanas (CAPC, 2025); la guía ABCD, de 3 a 10 días después de comer quistes. En ambos casos ocurre en general una vez en la vida: un gato con anticuerpos ya no los elimina (Hartmann et al., 2013).

En el ambiente. El ooquiste sale sin esporular y se vuelve infectante en 1 a 5 días (CAPC, 2025). Esporulado, persiste meses a años y resiste la mayoría de los desinfectantes domésticos (CAPC, 2025).

En el intermediario. Al tragar ooquistes o quistes, el animal desarrolla taquizoítos que se diseminan y luego quistes con bradizoítos en los tejidos (CAPC, 2025).

Vía transplacentaria. Los taquizoítos pueden pasar al feto: de la gata a los gatitos, que tienen cuadros más graves, y de la mujer que se infecta en el embarazo a su hijo (Hartmann et al., 2013).

Situación en Chile

Gatos. Más del 60% de 140 gatos de la selva valdiviana tuvo anticuerpos, con más exposición en zonas bajas e inundables (Calvo-Mac et al., 2025). En la costa árida del norte y centro, solo el 8% de 50 gatos (Calvo-Mac et al., 2020).

Personas. En un hospital universitario de Santiago, el 23,2% de 1.666 resultados fue positivo a IgG entre 2013 y 2018 (Covarrubias et al., 2020).

Animales de consumo. El 8,8% de 340 cerdos del sur tuvo anticuerpos, y el 80% de ellos los tenía contra la fase de ooquiste, lo que indica contaminación ambiental en los predios (Muñoz-Zanzi et al., 2012). En lecherías de la zona central, el 7,6% de 567 bovinos fue seropositivo (Godoy-Alfaro et al., 2026).

Carne. Se detectó ADN de T. gondii en el 7,69% de las hamburguesas analizadas, y no en bistecs ni en carne molida (Cancino-Faure et al., 2026).

Lo que no se sabe. No hay estudios de los genotipos que circulan en gatos chilenos.

Enfermedades que causa

• En el gato: toxoplasmosis, rara como enfermedad clínica, más grave en gatitos infectados antes de nacer y en gatos inmunosuprimidos.
• En el perro: toxoplasmosis clínica, con la neosporosis como principal diferencial (ver la ficha de Neospora caninum).
• En las personas: infección congénita y enfermedad en inmunosuprimidos (ver Riesgo zoonótico).

Diagnóstico parasitológico

Heces del gato. La flotación no se recomienda para saber el estado de un gato: por centrifugación puede encontrar ooquistes alguna vez, pero con poco valor clínico. Una PCR fecal positiva indica eliminación (CAPC, 2025).

Serología (CAPC, 2025; Hartmann et al., 2013):

• No predice si un gato está eliminando ooquistes ni confirma que los haya eliminado.
• La IgM indica infección reciente o activa; una IgG estable, infección pasada. Se prefieren los títulos a un resultado positivo o negativo.
• Un gato seronegativo es susceptible: si se infecta por primera vez, probablemente eliminará ooquistes.

Tejidos y líquidos. Hay PCR para líquido cefalorraquídeo, sangre, lavado traqueal o broncoalveolar, humor acuoso y tejidos. La citología y la histopatología son poco sensibles (CAPC, 2025).

Diferencial morfológico. El ooquiste de Toxoplasma es mucho más pequeño que los de Cystoisospora (CAPC, 2025), y en el tejido su quiste tiene una pared más delgada que el de Neospora.

Control y antiparasitarios

No hay tratamientos aprobados para gatos ni perros. Los usados son (CAPC, 2025):

• Clindamicina, 10 a 12,5 mg/kg por vía oral cada 12 horas por 2 a 4 semanas.
• Pirimetamina con sulfonamida, que además reduce la eliminación de ooquistes.
• Trimetoprim sulfametoxazol, 15 mg/kg cada 12 horas por 4 semanas.
• Azitromicina, 10 mg/kg al día por 4 semanas, en la enfermedad diseminada.

El tratamiento no elimina el parásito. Los quistes tisulares persisten y la enfermedad puede volver (Hartmann et al., 2013).

Prevención en el gato (Hartmann et al., 2013):

• Alimento comercial o carne bien cocida.
• Evitar que cace roedores y aves.
• Evitar que entre a galpones con animales de producción o a bodegas de alimento.

Resistencia antiparasitaria

Sin reportes en las fuentes revisadas. CAPC no describe resistencia de T. gondii a los fármacos usados en perros y gatos (CAPC, 2025).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: las recaídas después de tratar se explican por los quistes que el fármaco no elimina; las fuentes revisadas no dan indicios de resistencia.

Riesgo zoonótico

Vías (CAPC, 2025):

• Carne poco cocida con quistes.
• Ooquistes en el suelo, la arena, las verduras sin lavar o el agua sin tratar.
• Mariscos crudos y leche no pasteurizada de oveja o cabra.

El papel del gato. El contacto directo con un gato de interior alimentado con dieta comercial no se considera un factor de riesgo (CAPC, 2025). El gato elimina ooquistes una vez en la vida y por poco tiempo, y los ooquistes recién eliminados no son infectantes (Hartmann et al., 2013).

Lo que esto implica. Retirar las heces del arenero cada día impide que los ooquistes alcancen a esporular. Para una persona embarazada o inmunosuprimida, lo práctico es que otra persona limpie el arenero o usar guantes, cocinar bien la carne y lavar las verduras.

Lo que no se sabe

• Los genotipos de T. gondii en gatos y animales de consumo de Chile.
• Qué proporción de las infecciones humanas en Chile viene de la carne y cuál del ambiente.

Referencias

Guías

1. Companion Animal Parasite Council. (2025). Toxoplasma gondii (actualizado el 1 de julio de 2025). CAPC Guidelines. https://capcvet.org/guidelines/toxoplasma-gondii/
2. Hartmann, K., Addie, D., Belák, S., Boucraut-Baralon, C., Egberink, H., Frymus, T., Gruffydd-Jones, T., Hosie, M. J., Lloret, A., Lutz, H., Marsilio, F., Möstl, K., Pennisi, M. G., Radford, A. D., Thiry, E., Truyen, U., & Horzinek, M. C. (2013). Toxoplasma gondii infection in cats: ABCD guidelines on prevention and management. Journal of Feline Medicine and Surgery, 15(7), 631-637. https://doi.org/10.1177/1098612X13489228

Estudios en Chile

3. Calvo-Mac, C., Gutleb, A. C., Contal, S., Ilukewitsch, V., Muñoz-Zanzi, C., & Medina-Vogel, G. (2020). Exposure to Toxoplasma gondii in marine otters (Lontra felina) and domestic cats (Felis catus) in an arid environment in Chile. Journal of Wildlife Diseases, 56(4), 962-964. https://doi.org/10.7589/2019-10-269
4. Calvo-Mac, C., Delgado-Parada, N., Muñoz-Zanzi, C., & Medina-Vogel, G. (2025). Landscape variables associated with Toxoplasma gondii exposure in American mink (Neogale vison) and domestic cats (Felis catus) in the Valdivian temperate rainforest, Chile. Journal of Wildlife Diseases, 61(3), 587-599. https://doi.org/10.7589/JWD-D-24-00099
5. Cancino-Faure, B., Piñeiro-González, A., D’Afonseca, V., Moraga, F., Segovia, C., Moraga, J., Valenzuela, M. F., & Hernandez, D. (2026). Molecular detection of Toxoplasma gondii and non-zoonotic Sarcocystis species in commercial beef products from Chile. Acta Tropica, 278, 108049. https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2026.108049
6. Covarrubias, N., Vera, D. B., & Hurtado, C. (2020). Seroprevalencia de Toxoplasma gondii en un hospital universitario de Chile. Revista Chilena de Infectología, 37(6), 784-787. https://doi.org/10.4067/S0716-10182020000600784
7. Godoy-Alfaro, C., Muñoz-Zanzi, C., Jara-Méndez, S., Tapia, C., Duchens, M., Núñez, C., Varela, C., Alegría-Morán, R., Retamal, P., & Ramírez-Toloza, G. (2026). Seropositivity and risk factors for Toxoplasma gondii and Neospora caninum in intensive dairy cattle from different farms in central Chile. Animals, 16(10), 1456. https://doi.org/10.3390/ani16101456
8. Muñoz-Zanzi, C., Tamayo, R., Balboa, J., & Hill, D. (2012). Detection of oocyst-associated toxoplasmosis in swine from southern Chile. Zoonoses and Public Health, 59(6), 389-392. https://doi.org/10.1111/j.1863-2378.2012.01471.x