Evidencia VetFlotación fecal: con centrifugación y pasiva
Para qué sirve
El principio. Los huevos y quistes de muchos parásitos son menos densos que una solución saturada de sal o azúcar. Al mezclar las heces con esa solución, ellos suben y el detrito pesado se queda abajo (Zajac et al., 2021). Lo que sube se recoge pegado a un cubreobjetos.
La técnica de rutina. Es la base del examen coproparasitario de perros, gatos y animales de producción: barata, rápida y sin equipos especiales, salvo una centrífuga (Zajac et al., 2021). Esta página complementa la guía del examen coproparasitario y el atlas de huevos, quistes y ooquistes.
Qué detecta y qué no
Detecta (Zajac et al., 2021; Conboy, 2025):
- Huevos de ascáridos, anquilostomas, Trichuris y capiláridos.
- Huevos de ténidos, mejor con azúcar.
- Quistes de Giardia, mejor con sulfato de zinc al 33%.
- Ooquistes de Cystoisospora, Toxoplasma, Neospora y, con azúcar, Cryptosporidium.
No detecta bien (Conboy, 2025; Zajac et al., 2021):
- La mayoría de los huevos de trematodos, como Fasciola, que necesitan sedimentación.
- Trofozoítos de protozoos, que se ven en el frotis directo.
- Larvas de nematodos pulmonares, que se buscan con Baermann; las soluciones densas además las deforman.
- Dipylidium caninum, porque sus cápsulas ovígeras salen dentro de los proglótidos (ESCCAP, 2025).
Las soluciones
Por qué importa la densidad. Mientras más densa es la solución, más tipos de huevos flotan y mayor es la proporción recuperada de cada uno. Pero también flota más detrito y los huevos se deforman antes. Por eso las soluciones útiles van de 1,18 a 1,30 (Zajac et al., 2021). CAPC recomienda trabajar entre 1,18 y 1,27.
Densidad aproximada de algunos huevos (Zajac et al., 2021):
| Huevo | Densidad |
|---|---|
| Ancylostoma caninum | 1,06 |
| Toxocara canis | 1,09 |
| Trichuris vulpis | 1,15 |
| Taenia sp. | 1,23 |
Cuál elegir. Esta tabla resume lo que dicen tres fuentes (Zajac et al., 2021; Conboy, 2025; Barrantes Murillo y Duncan, 2026):
| Solución | Densidad | Ventaja | Limitación |
|---|---|---|---|
| Sulfato de zinc al 33% | 1,18 | La de elección para Giardia: colapsa menos los quistes | A 1,18 recupera menos huevos de helmintos; exige centrifugar |
| Sulfato de zinc | 1,20 | Uso general; también algunas larvas pulmonares | No flota la mayoría de los huevos de trematodos |
| Azúcar de Sheather | 1,20 a 1,28 | Recupera mejor huevos de tenia y nematodos densos; la de elección para Cryptosporidium; deforma menos | Viscosa y pegajosa; menos eficaz para Giardia; exige centrifugar |
| Cloruro de sodio saturado | 1,20 | Barata y fácil de preparar | Cristaliza y corroe el metal |
| Sulfato de magnesio saturado | 1,32 según Zajac; 1,20 según Barrantes Murillo y Duncan | Barata | Con más densidad flota más detrito |
| Nitrato de sodio comercial | 1,18 a 1,20 | La más usada en Estados Unidos | Cristaliza |
Las fuentes difieren en el sulfato de magnesio. Zajac et al. (2021) dan 1,32 para la solución saturada; Barrantes Murillo y Duncan (2026) dan 1,20. Es una inferencia de Evidencia Vet: la diferencia puede deberse a que una cifra es la saturada y la otra una dilución de uso. Medir con densímetro resuelve la duda en cada laboratorio.
Cómo preparar las soluciones
Sulfato de zinc al 33%, densidad 1,18. Se disuelven 330 g de sulfato de zinc en agua hasta completar 1 litro. Se ajusta con más agua o más sal hasta llegar a 1,18. Con heces fijadas en formalina se sube a 1,20, que también es la densidad más usada para trabajo general (Zajac et al., 2021).
Sal o sulfato de magnesio saturados. Se disuelve sal en agua tibia hasta que quede un exceso sin disolver, y se comprueba al día siguiente que sigue habiendo exceso. Su densidad varía algo con la temperatura ambiente (Zajac et al., 2021).
Azúcar de Sheather, densidad 1,20 a 1,25. Cerca de 454 g de azúcar (sacarosa) en 355 mL de agua, disuelta con calor suave y conservada con una pequeña cantidad de formaldehído (Zajac et al., 2021). CAPC trabaja con azúcar a 1,27.
Medir siempre. Un densímetro de laboratorio es barato, dura indefinidamente y es parte del control de calidad. La densidad se mide al preparar la solución y periódicamente si se guarda por tiempo largo (Zajac et al., 2021).
En Chile. Es una inferencia de Evidencia Vet: las sales y el azúcar se consiguen en el comercio local, y el densímetro se compra en proveedores de material de laboratorio. El formaldehído y la formalina son tóxicos y se manejan con guantes y ventilación.
Paso a paso: flotación con centrifugación
Montaje del tubo y paso a paso de la flotación con centrifugación, con los parámetros de distintas fuentes.
Esquema · Elaboración propia, Evidencia Vet · A partir de Zajac et al. (2021), Conboy (2025) y CAPC
La mejor opción, con cualquier solución. La centrifugación hace que la flotación ocurra más rápido y recupere más, sea cual sea la solución; con sulfato de zinc al 33% y con azúcar es indispensable, porque la densidad algo menor del primero y la viscosidad del segundo frenan la subida de los huevos (Zajac et al., 2021).
Muestra. Zajac et al. (2021) y Conboy (2025) usan 3 a 5 g, una cucharadita. CAPC ajusta la cantidad a la consistencia: alrededor de 1 g si las heces son formadas, 2 g si son blandas, 4 g si son pastosas y 6 g o más si son líquidas, porque el agua diluye los huevos. Las heces duras de gato y los pellets de pequeños rumiantes se muelen en un mortero o se remojan antes (Zajac et al., 2021).
Preparación. Las heces se disuelven en un poco de solución y se cuelan por gasa doble o un colador de té a un tubo de 15 mL. Si la muestra tiene mucha grasa o moco, se hace antes un lavado con agua y el sedimento se resuspende en la solución (Zajac et al., 2021).
Dos formas de centrifugar (Zajac et al., 2021):
- Rotor de tubos colgantes: se llena el tubo hasta formar un menisco positivo, se pone el cubreobjetos y se centrifuga con él; la fuerza lo mantiene en su lugar.
- Rotor de ángulo fijo: se llena hasta 10 a 12 mL para que no se derrame, se centrifuga, y después se completa con solución hasta el menisco, se pone el cubreobjetos y se espera.
Fuerza y tiempo. Las fuentes no coinciden:
| Fuente | Fuerza | Tiempo | Espera con cubreobjetos |
|---|---|---|---|
| Zajac et al. (2021) | 500 a 650 g | unos 5 minutos | 5 a 10 minutos |
| Conboy (2025) | 650 g | 10 minutos | 5 a 20 minutos |
| CAPC | hasta 800 rpm, subiendo de a poco | 10 minutos | unos minutos |
Si no se conoce la fuerza de la centrífuga, sirve la misma velocidad que se usa para separar suero (Zajac et al., 2021).
Sin freno. La centrífuga se deja detener sola: el frenazo sacude el tubo y desprende los huevos de la superficie (Zajac et al., 2021; CAPC).
Recoger. Se levanta el cubreobjetos y se pone de inmediato sobre un portaobjetos. Tocar la superficie con un asa o una varilla de vidrio también sirve, pero recupera menos que dejar reposar el cubreobjetos (Zajac et al., 2021).
Flotación pasiva y kits comerciales
Cuándo. Solo si no hay centrífuga, y solo con nitrato de sodio o soluciones salinas saturadas; no se recomienda con sulfato de zinc al 33% ni con azúcar (Zajac et al., 2021).
Cómo. Las heces se mezclan con la solución, se cuelan a un tubo o al envase del kit, se completa hasta el menisco, se pone el cubreobjetos y se espera al menos 10 minutos (Zajac et al., 2021); Conboy (2025) da 5 a 10 minutos. Si se deja demasiado, la sal cristaliza en el borde y el cubreobjetos ya no queda plano.
El costo en sensibilidad. La centrifugación recuperó más huevos que la flotación simple y que un kit comercial con las tres soluciones comparadas (Dryden et al., 2005). En un ejercicio docente con 2 g de heces, el 100% de los estudiantes encontró huevos de anquilostoma con centrifugación, cerca del 70% con flotación pasiva y el 25% con frotis directo (CAPC). Los kits son cómodos, pero usan menos heces y no se pueden centrifugar (Zajac et al., 2021).
Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: donde hay una centrífuga para separar suero, hay con qué hacer una flotación centrifugada. La pasiva debería quedar para terreno o para cuando no hay otra opción, y su negativo debería informarse como tal.
Cómo leer la placa
Siempre con cubreobjetos. Sin él la placa se seca antes, no queda un plano de foco parejo y no se puede usar el 40X (Zajac et al., 2021).
Aumento. Se recorre toda el área bajo el cubreobjetos con el objetivo de 10X. Con el 4X se ven los huevos de helmintos, pero se pierden los protozoos. El 40X se usa para confirmar y para buscar Cryptosporidium (Zajac et al., 2021).
Leer pronto. Con soluciones salinas la placa se lee luego, porque al secarse se forman cristales que dañan los huevos (Zajac et al., 2021; CAPC).
Identificar. El tamaño, la forma, la cubierta y el contenido de cada huevo están en el atlas de este manual y en cada ficha de parásito.
Errores frecuentes
| Error | Qué produce | Fuente |
|---|---|---|
| Usar una muestra mínima, como la de un termómetro o un asa (cerca de 0,1 g) | Falsos negativos | CAPC |
| Flotación pasiva teniendo centrífuga | Se pierden huevos, sobre todo cuando hay pocos, como en Trichuris y Giardia | Zajac et al. (2021) |
| Solución sin medir | Huevos densos, como los de Trichuris, que no flotan | CAPC; Zajac et al. (2021) |
| Frenar la centrífuga | Huevos que se desprenden de la superficie | Zajac et al. (2021) |
| Azúcar para buscar Giardia | Quistes colapsados | Zajac et al. (2021) |
| Sal de 1,18 a 1,20 en zona de hidatidosis | Huevos de ténido que no flotan | Zajac et al. (2021) |
| Dejar la placa salina sin leer | Cristales que dañan los huevos | Zajac et al. (2021) |
| Leer a 4X o sin cubreobjetos | Protozoos que pasan inadvertidos | Zajac et al. (2021) |
Lo que no se sabe
- No se encontraron estudios que comparen en Chile la flotación pasiva y la centrifugada en muestras de perros y gatos.
- No se encontró información sobre qué soluciones y qué densidades usan las clínicas y laboratorios veterinarios chilenos.
Referencias
Libro y guías
- Barrantes Murillo, D. F., & Duncan, K. T. (2026). Comparison of current fecal examination techniques for diagnosing parasites in companion animals. Today’s Veterinary Practice, septiembre-octubre de 2026. https://todaysveterinarypractice.com/wp-content/uploads/sites/4/2026/08/TVP-2026-0910_FecalExam.pdf
- Companion Animal Parasite Council. (s.f.). Microscopic fecal exam procedures. https://capcvet.org/articles/fecal-exam-procedures/
- Companion Animal Parasite Council. (s.f.). Avoiding common pitfalls in microscopic fecal examinations. https://capcvet.org/articles/avoiding-common-pitfalls-in-fecal-examinations/
- Conboy, G. (2025). Parasitology in veterinary practice. En MSD Veterinary Manual (revisión de mayo de 2025). https://www.msdvetmanual.com/veterinary/clinical-pathology-and-procedures/diagnostic-procedures-for-the-private-practice-laboratory/parasitology
- ESCCAP. (2025). Worm control in dogs and cats (Guideline 01, 7.ª ed., junio de 2025). https://www.esccap.org/guidelines/gl1/
- Zajac, A. M., Conboy, G. A., Little, S. E., & Reichard, M. V. (2021). Fecal examination for the diagnosis of parasitism. En Veterinary clinical parasitology (9.ª ed., pp. 1-41). Wiley-Blackwell.
Estudios
- Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., & Smith, V. (2005). Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics, 6(1), 15-28. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/15906267/
Cómo citar esta ficha
Conejeros, A. (2026). Flotación fecal: con centrifugación y pasiva. Manual de parasitología, Evidencia Vet. URL permanente: https://evidenciavet.cl/manuales/parasitologia/tecnicas/flotacion-fecal/.