Ictioftiriasis

Especies afectadas y susceptibilidad

Ichthyophthirius multifiliis parasita a peces de agua dulce de muchas especies, incluidos los salmónidos. En Chile se ha encontrado en truchas arcoíris y salmones del Atlántico en pisciculturas (Soria-Galvarro, 1997). No sobrevive en el mar, por lo que la enfermedad se limita a la fase de agua dulce.

Agente y ciclo de vida

I. multifiliis es un protozoo ciliado. Su ciclo tiene cuatro etapas (Mathiessen et al., 2023):

1. Teronte: la forma infectante, que nada libre en el agua. Mide 30 a 40 µm (Syahputra et al., 2019). A 15 °C, debe encontrar un pez en menos de 24 horas.
2. Trofonte: se instala dentro del epitelio de la piel o las branquias, sobre la membrana basal, y crece alimentándose del pez. Llega a medir más de 0,5 mm (Syahputra et al., 2019) y es el punto blanco visible.
3. Tomonte: el trofonte maduro sale del pez, nada un tiempo y se enquista en el fondo o en las superficies.
4. Tomitos: dentro del quiste, el tomonte se divide. Un quiste produce entre 50 y 1.000 nuevos terontes (Mathiessen et al., 2023).

La temperatura fija el ritmo. En un aislado de trucha arcoíris de Australia, el desarrollo del quiste tomó en promedio 189 horas a 5 °C y 11,7 horas a 30 °C (Forwood et al., 2015). Los autores advierten que su aislado es más rápido que los de zonas templadas, así que los tiempos exactos varían según la cepa. Lo constante es que con agua fría el ciclo es mucho más lento.

Por qué cuesta tratarla. El trofonte queda cubierto por el epitelio y el mucus del pez, y el tomonte, por la pared del quiste. Solo los terontes y los tomontes que nadan libres son sensibles a los tratamientos químicos (Francis-Floyd et al., UF/IFAS). Por eso un solo baño no elimina la infección: hay que repetirlo para alcanzar a cada nueva generación de terontes.

Epidemiología en Chile

Estudio de 1997. En pisciculturas de la zona de Puerto Montt, entre enero y abril de 1997, se examinaron 287 peces, de alevines a smolts, y 90 tenían protozoos. Ichthyophthirius se encontró en 20 de ellos, en la piel, las aletas y las branquias: 8 salmones del Atlántico y 12 truchas arcoíris (Soria-Galvarro, 1997). El mismo estudio registró que en esas pisciculturas se usaban de forma preventiva el verde de malaquita, la sal y la formalina.

Diagnóstico en los laboratorios. Un estudio del Fondo de Investigación Pesquera de 2001 la incluyó entre las enfermedades de baja peligrosidad de la clasificación vigente entonces, y registró laboratorios chilenos que la diagnosticaban en coho, salmón del Atlántico, trucha arcoíris y salmón chinook (Campalans, 2001).

Situación actual. El informe sanitario de 2025 no menciona la ictioftiriasis (Sernapesca, 2026), y el de uso de antiparasitarios no publica datos de agua dulce (Sernapesca, 2025). Esta ficha no encontró estudios chilenos recientes de su frecuencia.

Marco regulatorio. La ictioftiriasis no es una enfermedad de alto riesgo y no figura en la Res. Ex. 2858/2024 (Subpesca, 2024).

Fase productiva y factores de riesgo

La enfermedad se presenta en agua dulce: pisciculturas, alevinaje y cultivo en lagos. A partir de la biología del parásito, los factores que favorecen los brotes son:

• Temperaturas más altas, que aceleran el ciclo y multiplican los terontes en menos tiempo (Forwood et al., 2015).
• Alta densidad, que facilita que los terontes encuentren un pez.
• Agua con poco recambio, donde se acumulan los quistes y los terontes.

Los dos últimos puntos son una inferencia de Evidencia Vet a partir del ciclo de vida; esta ficha no encontró estudios en salmónidos chilenos que los midan.

Signos clínicos

Los signos descritos son (Francis-Floyd et al., UF/IFAS):

• Puntos blancos de 0,5 a 1 mm en la piel, las aletas y las branquias.
• Más mucus.
• Peces que se frotan contra las superficies.
• Inapetencia.

Infección solo en branquias. Cuando el parásito está solo en las branquias, los puntos blancos pueden no verse, y aun así los peces mueren en gran número. Las branquias se ven pálidas y muy hinchadas (Francis-Floyd et al., UF/IFAS).

En un brote en truchas arcoíris a cerca de 15 °C, la mortalidad acumulada llegó a 10% una semana después de comenzar (Roh et al., 2021).

Lesiones y efectos en el pez

En las branquias, la infección produce fusión de las lamelas, hiperplasia de las células, hiperemia, infiltración inflamatoria, necrosis y descamación (Bu et al., 2025). En el brote de truchas se describieron aneurismas e hiperplasia branquial (Roh et al., 2021). El daño de la piel y de las branquias altera la respiración y el equilibrio de sales del pez.

Diagnóstico y monitoreo

Registro o prueba	Muestra	Qué entrega
Examen directo al microscopio	Raspado de piel, aletas y branquias	Trofontes grandes, ciliados, con núcleo en forma de herradura
Observación de los peces	Peces en los estanques	Puntos blancos, roce, inapetencia
Histopatología	Branquia y piel en fijador	Trofontes en el epitelio y daño branquial
qPCR en agua	Agua de los estanques	Detección de terontes, útil para vigilancia
Temperatura del agua	Estanques	Define el intervalo entre tratamientos

El núcleo en forma de herradura del trofonte maduro y el examen directo de raspados están descritos por Francis-Floyd et al. (UF/IFAS). La qPCR en agua detectó unos 2 terontes por muestra en un estudio en ríos de Estados Unidos (Howell et al., 2019).

Diagnóstico diferencial

Costiasis. También es un protozoo de la piel y las branquias en agua dulce, pero mucho más pequeño y sin puntos blancos visibles. El examen directo los distingue. Ver la ficha de Costiasis.

Saprolegniasis. Produce manchas blancas, pero algodonosas y más grandes. Ver la ficha de Saprolegniasis.

Flavobacteriosis. Produce lesiones en la piel y las branquias en agua dulce, con bacterias en el frotis. Ver la ficha de Flavobacteriosis.

Enfermedad nodular de la branquia. Produce nódulos blancos en las branquias de truchas en agua dulce, causados por amebas. Ver la ficha de Enfermedad nodular de la branquia.

Tratamiento

Formalina. En Chile hay una formalina registrada en el SAG para peces, indicada para el control de protozoos externos. Su etiqueta indica, para salmones y truchas en estanques, 170 µL/L sobre 10 °C y 250 µL/L bajo 10 °C, por no más de una hora, y señala que los tratamientos contra Ichthyophthirius deben hacerse con dos días de intervalo (SAG, Reg. 2254).

Otras opciones. En las pisciculturas de trucha arcoíris, la formalina, el ácido peracético, el percarbonato de sodio y el peróxido de hidrógeno siguen siendo la estrategia de control preferida (Jaafar et al., 2020). El bronopol, entre 2 y 5 mg/L, redujo en 90 a 98% el establecimiento de trofontes en truchas a lo largo de ciclos sucesivos (Picón-Camacho et al., 2012). El ácido peracético a 1 mg/L continuo por cuatro días redujo la infestación en carpas (Sudová et al., 2010).

Verde de malaquita. Fue el tratamiento más usado, pero está prohibido en peces de consumo en Europa y Norteamérica (Sudová et al., 2010). Una revisión concluye que no se ha encontrado un sustituto realmente equivalente (Sudová et al., 2007).

Repetir según la temperatura. Como los tratamientos solo alcanzan las etapas libres, se repiten hasta cubrir varias generaciones del parásito. Con agua fría, el ciclo es más largo y el tratamiento se extiende por más días. El producto, la concentración y la frecuencia los define el médico veterinario tratante.

Prevención

A partir de la evidencia revisada:

• Revisar el agua de origen: los peces silvestres pueden traer el parásito.
• Mantener la densidad y el recambio de agua adecuados.
• Examinar al microscopio raspados de piel y branquias de forma rutinaria, sobre todo cuando sube la temperatura.
• Limpiar los fondos de los estanques, donde se acumulan los quistes.

Resistencia genética. En truchas arcoíris se describió un componente heredable de la resistencia al parásito, lo que abre la posibilidad de seleccionar peces más resistentes (Jaafar et al., 2020). Esta ficha no encontró vacunas comerciales contra el parásito.

Impacto productivo

La ictioftiriasis es una enfermedad conocida en las pisciculturas chilenas desde hace décadas, pero no aparece en los informes sanitarios actuales. Su impacto depende de detectarla temprano y de tratar a tiempo, antes de que el parásito complete varias generaciones. La falta de datos recientes sobre su frecuencia y sobre los tratamientos usados en agua dulce impide dimensionarla.

Referencias

1. Bu X, Peng X, Huang L, Zhao Y, Jiao J, Zhu J, et al. Effect of ectoparasite Ichthyophthirius multifiliis on the histopathology and gill and gut microbiota of goldfish (Carassius auratus). Frontiers in Veterinary Science. 2025;12:1539446. https://doi.org/10.3389/fvets.2025.1539446
2. Campalans M (jefe de proyecto). Proyecto FIPA 2001-09, informe final. Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, para la Subsecretaría de Pesca. 2001.
3. Forwood JM, Harris JO, Landos M, Deveney MR. Life cycle and settlement of an Australian isolate of Ichthyophthirius multifiliis Fouquet, 1876 from rainbow trout. Folia Parasitologica. 2015;62. https://doi.org/10.14411/fp.2015.013
4. Francis-Floyd R, Yanong RPE, Pouder DB. Ichthyophthirius multifiliis (white spot) infections in fish. University of Florida, IFAS Extension, publicación FA006.
5. Howell CK, Atkinson SD, Bartholomew JL, Hallett SL. Development and application of a qPCR assay targeting Ichthyophthirius multifiliis in environmental water samples. Diseases of Aquatic Organisms. 2019;134:43-55. https://doi.org/10.3354/dao03351
6. Jaafar R, Ødegård J, Mathiessen H, Karami AM, Marana MH, von Gersdorff Jørgensen L, et al. Quantitative trait loci (QTL) associated with resistance of rainbow trout Oncorhynchus mykiss against the parasitic ciliate Ichthyophthirius multifiliis. Journal of Fish Diseases. 2020;43(12):1591-1602. https://doi.org/10.1111/jfd.13264
7. Mathiessen H, Kjeldgaard-Nintemann S, Gonzalez CMF, Henard C, Reimer JA, Gelskov SV, et al. Acute immune responses in zebrafish and evasive behavior of a parasite: who is winning? Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 2023;13:1190931. https://doi.org/10.3389/fcimb.2023.1190931
8. Picón-Camacho SM, Taylor NGH, Bron JE, Guo FC, Shinn AP. Effects of long duration, low dose bronopol exposure on the control of Ichthyophthirius multifiliis (Ciliophora), parasitising rainbow trout (Oncorhynchus mykiss Walbaum). Veterinary Parasitology. 2012;186(3-4):237-244. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2011.11.022
9. Roh H, Kim N, Lee Y, Park J, Kim BS, Lee MK, et al. Dual-organ transcriptomic analysis of rainbow trout infected with Ichthyophthirius multifiliis through co-expression and machine learning. Frontiers in Immunology. 2021;12:677730. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.677730
10. Servicio Agrícola y Ganadero (SAG). Etiqueta de Aqualife Formalina, registro SAG N° 2254.
11. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura. Informe sobre uso de antimicrobianos y antiparasitarios en la salmonicultura nacional, año 2024. Julio de 2025.
12. Servicio Nacional de Pesca y Acuicultura. Informe de situación sanitaria de la salmonicultura, año 2025. Marzo de 2026.
13. Soria-Galvarro LN. Tesis de Licenciatura en Medicina Veterinaria sobre protozoos parásitos de salmonídeos en agua dulce en la X Región. Universidad Austral de Chile. 1997.
14. Subsecretaría de Pesca y Acuicultura (Subpesca). Resolución Exenta 2858/2024, que actualiza y reemplaza la clasificación de enfermedades de alto riesgo. Diciembre de 2024.
15. Sudová E, Machová J, Svobodová Z, Veselý T. Negative effects of malachite green and possibilities of its replacement in the treatment of fish eggs and fish: a review. Veterinární Medicína. 2007;52(12):527-539. https://doi.org/10.17221/2027-vetmed
16. Sudová E, Straus DL, Wienke A, Meinelt T. Evaluation of continuous 4-day exposure to peracetic acid as a treatment for Ichthyophthirius multifiliis. Parasitology Research. 2010;106(2):539-542. https://doi.org/10.1007/s00436-009-1666-8
17. Syahputra K, Kania PW, Al-Jubury A, Marnis H, Setyawan AC, Buchmann K. Differential immune gene response in gills, skin, and spleen of rainbow trout Oncorhynchus mykiss infected by Ichthyophthirius multifiliis. PLOS ONE. 2019;14(6):e0218630. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218630