Aelurostrongylus abstrusus

Taxonomía y morfología

Nematodo metastrongiloideo. Aelurostrongylus abstrusus pertenece al orden Strongylida, superfamilia Metastrongyloidea, familia Angiostrongylidae (Elsheikha et al., 2016). En los análisis del genoma mitocondrial forma un grupo con Angiostrongylus vasorum y A. costaricensis (Elsheikha et al., 2016).

La larva de primer estadio (L1). Es la forma que se busca en el laboratorio:

• Tamaño: 360 a 400 µm de largo y 15 a 20 µm de ancho (Zajac et al., 2021). Elsheikha et al. (2016) advierten que se han descrito larvas más cortas, de unos 300 µm, en infecciones confirmadas por histología y PCR, así que el largo no basta.
• Cabeza: redondeada, con la boca terminal (Elsheikha et al., 2016).
• Cola: con un quiebre marcado en forma de S y una espina dorsal subterminal (Zajac et al., 2021). En la punta tiene pequeñas proyecciones con espinas cuticulares y una incisura dorsal profunda y otra ventral (Elsheikha et al., 2016).

Con qué se confunde (Zajac et al., 2021; Elsheikha et al., 2016):

Larva	Rasgo de la cola
A. abstrusus (gato)	Quiebre en S con espina dorsal
Angiostrongylus vasorum (perro)	Parecida: quiebre en S con espina dorsal
Oslerus (perro)	Quiebre, sin la espina accesoria
Crenosoma vulpis (perro)	Leve desviación, sin quiebre ni espina
Troglostrongylus spp. (gato)	Medidas que pueden confundirse con A. abstrusus; una PCR dúplex separa las dos especies

Las L1 también deben separarse de las larvas de anquilostomas que salen de huevos en heces guardadas, y de nematodos de vida libre si la muestra tocó el suelo (Elsheikha et al., 2016).

Hospedadores y localización

Hospedador definitivo. El gato doméstico es su hospedador natural. Se identificó sin dudas en gatos monteses europeos de Italia, con prevalencias altas y lesiones pulmonares graves; los reportes en otros felinos silvestres podrían ser confusiones con otras especies (Elsheikha et al., 2016).

Perros. Los hallazgos de larvas en heces de perros se explican casi siempre por parasitismo espurio: el perro comió heces de gato (Zajac et al., 2021).

En el pulmón. Los adultos viven en los conductos alveolares y los bronquiolos respiratorios terminales (Elsheikha et al., 2016), embebidos en el parénquima, lo que dificulta encontrarlos en la necropsia. Pueden formar nódulos subpleurales de hasta 10 mm (ESCCAP, 2025).

Quiénes se infectan más. Los gatos con salida al exterior que cazan tienen más oportunidades de comer moluscos o presas infectadas; los gatos de interior se infectan menos (Elsheikha et al., 2016). Los estudios no coinciden sobre la edad: en Brasil e Italia se infectaban más los gatos jóvenes, y en Australia y Europa del este, los adultos (Elsheikha et al., 2016).

Frecuencia en otros países. Va de 1,2% en gatos con dueño a 50% en gatos de vida libre, según la población y el método (Elsheikha et al., 2016).

Ciclo biológico

Indirecto, con moluscos. El gato es el hospedador definitivo, y caracoles y babosas son los intermediarios (Elsheikha et al., 2016).

Etapas (Elsheikha et al., 2016):

1. Adultos en el pulmón. Las hembras ponen huevos que eclosionan en los conductos y alvéolos.
2. L1 en las heces. La larva sube por la vía respiratoria hasta la faringe, se traga y sale con las heces.
3. Molusco. La L1 penetra un caracol o una babosa y se desarrolla hasta L3.
4. Infección del gato. El gato come el molusco o un hospedador paraténico.
5. Migración. La L3 atraviesa la mucosa intestinal y llega al pulmón por vía linfática, donde madura.

Hospedadores paraténicos. Ratones, aves, reptiles y anfibios que comen moluscos infectados guardan la L3 (Elsheikha et al., 2016). Se detectó L3 por PCR en ratones de campo (Apodemus agrarius) infectados en forma natural (Elsheikha et al., 2016).

Vías alternativas, por ahora en laboratorio. El caracol Helix aspersa puede liberar L3 al ambiente, y se demostró el paso de L3 de un caracol infectado a otro sano (Elsheikha et al., 2016). ESCCAP (2025) menciona también la infección del gato al acicalarse.

Tiempos (Elsheikha et al., 2016):

• Prepatencia: 35 a 48 días. ESCCAP (2025) da 5 a 6 semanas.
• La eliminación de larvas fluctúa, es máxima a las 10 a 14 semanas y puede durar varios meses o más de un año.

Temperatura. A mayor temperatura, más rápido se desarrolla la larva dentro de H. aspersa (Elsheikha et al., 2016).

Situación en Chile

Gatos urbanos del sur. En 171 gatos aparentemente sanos de Temuco, Valdivia y Puerto Montt, una PCR experimental en sangre fue positiva para A. abstrusus en el 19,9%: 32,4% en Temuco, 10% en Puerto Montt y 4% en Valdivia. Todos los positivos tenían también Gurltia paralysans, y no se encontraron factores de riesgo asociados (Barrios et al., 2021).

Gatos con gurltiosis. En 5 de 7 gatos con gurltiosis se detectó A. abstrusus en suero, sin lesiones respiratorias en la necropsia (López-Contreras et al., 2020).

Visones del sur. En 27 visones americanos de Los Ríos y Los Lagos, el 33,3% tenía nematodos pulmonares. Las larvas eran Aelurostrongylus spp., con 99% de identidad genética con A. abstrusus. Es la primera descripción de esta infección en visones de Sudamérica (Saavedra et al., 2026).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: la PCR en sangre detecta ADN y no dice si el gato elimina larvas, así que estos datos no equivalen a una prevalencia por Baermann. Lo que sí muestran es que el parásito circula en el sur de Chile, en gatos y en un carnívoro silvestre invasor.

Lo que no se sabe. No hay estudios chilenos con el método de Baermann, ni en gatos con tos, ni en la zona central o norte.

Enfermedades que causa

• En el gato: aelurostrongilosis, desde infecciones sin signos hasta neumonía con dificultad respiratoria grave.

Daño pulmonar. El daño viene de la reacción inflamatoria contra los huevos y larvas, que quedan rodeados de granulomas en alvéolos y bronquios; alrededor de los adultos rara vez hay inflamación. También se describe hipertrofia del músculo de los bronquiolos y de las arterias pulmonares (Elsheikha et al., 2016).

Riesgo en la anestesia. A. abstrusus fue el hallazgo más frecuente en gatos que murieron durante una anestesia, lo que se atribuye a la menor superficie de intercambio gaseoso y a cambios vasculares (Elsheikha et al., 2016).

Gravedad. Puede ser mortal en gatitos, gatos debilitados o inmunosuprimidos (Elsheikha et al., 2016).

Diagnóstico parasitológico

Baermann. Es el método más usado y el más confiable para buscar la L1 en heces (Elsheikha et al., 2016; Zajac et al., 2021). Requiere heces frescas, toma 12 a 24 horas y exige saber reconocer la larva (Elsheikha et al., 2016). ESCCAP (2025) pide al menos 10 g de heces.

Por qué falla (Elsheikha et al., 2016):

• No detecta la infección durante la prepatencia.
• La eliminación de larvas es intermitente o falta, sobre todo en infecciones crónicas y reinfecciones, aunque haya signos.
• Por eso se recomienda recoger heces frescas durante 3 días.

Flotación. La flotación centrífuga con sulfato de zinc es una alternativa (Zajac et al., 2021). Las soluciones de densidad alta deshidratan y deforman la larva, que pierde detalles y se vuelve difícil de identificar (Zajac et al., 2021; Elsheikha et al., 2016). El FLOTAC es más sensible que el Baermann, el McMaster y el Wisconsin, y sirve con heces guardadas o congeladas, porque no depende de que la larva se mueva (Elsheikha et al., 2016).

Muestras respiratorias. Hisopado o lavado traqueal, lavado broncoalveolar, líquido pleural y aspirado pulmonar pueden mostrar larvas, pero exigen anestesia y son poco sensibles si el pulmón está poco afectado. Usar a la vez Baermann y lavado broncoalveolar compensa la eliminación intermitente (Elsheikha et al., 2016).

PCR. Una PCR anidada tuvo 100% de especificidad y hasta cerca de 97% de sensibilidad en heces, sedimento de Baermann y otras muestras. El hisopado faríngeo resultó la muestra más práctica y sensible para la PCR (Elsheikha et al., 2016).

Serología. En 2016 no había pruebas comerciales; un IFAT y un ELISA experimentales daban resultados prometedores (Elsheikha et al., 2016).

Hemograma. La eosinofilia es el hallazgo más persistente, aunque no es específico (Elsheikha et al., 2016).

Es una inferencia de Evidencia Vet: en un gato con tos y salida al exterior, un Baermann negativo de una sola muestra no descarta la infección. Repetir el examen con heces de 3 días, o pedir PCR, es más informativo que un solo resultado.

Control y antiparasitarios

Opciones (Elsheikha et al., 2016; ESCCAP, 2025):

• Emodepsida con praziquantel en pipeta: 99,4% de eficacia para detener la eliminación de larvas; dos aplicaciones con 2 semanas de diferencia eliminaron al menos 99,2% de los adultos.
• Fenbendazol oral, 50 mg/kg por 3 días: más de 99% de reducción del conteo de larvas.
• Moxidectina con imidacloprid en pipeta: cerca de 100% de reducción de la eliminación de larvas.
• Eprinomectina en pipeta combinada: 99,6% en infecciones experimentales y 90,5% en infecciones naturales.
• Selamectina y milbemicina oxima, con buenos resultados en casos y series pequeñas.
• La ivermectina inyectable fuera de indicación tiene riesgo de toxicidad en gatos, sobre todo en gatitos.

Comprobar el resultado. Se repite el Baermann durante 3 días seguidos, 2 a 3 semanas después de terminar el tratamiento (Elsheikha et al., 2016).

Prevención. En gatos que cazan en zonas endémicas, ESCCAP (2025) recomienda tratar todos los meses con lactonas macrocíclicas o emodepsida. Una pipeta de fluralaner con moxidectina aplicada hasta 12 semanas antes de la infección redujo más de 99,9% la eliminación de larvas en gatos infectados en forma experimental, en un estudio con participación del fabricante (Raulf et al., 2024).

Erradicación. No es viable en una zona, porque los moluscos y los gatos ferales mantienen el ciclo, y los molusquicidas no se recomiendan por su toxicidad (Elsheikha et al., 2016).

En Chile. Es una inferencia de Evidencia Vet: las opciones dependen de los productos registrados en el SAG para gatos; la ficha de aelurostrongilosis no encontró productos registrados para esta indicación.

Resistencia antiparasitaria

Sin resistencia descrita. Las fuentes revisadas no describen resistencia de A. abstrusus a los antihelmínticos.

Una advertencia sobre la eficacia. Muchos estudios miden la eficacia por el fin de la eliminación de larvas, y ese criterio depende de la sensibilidad del examen y de la eliminación intermitente (Elsheikha et al., 2016).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: un Baermann negativo después del tratamiento puede ser un falso negativo. Si el gato sigue con signos, lo prudente es confirmar con varias muestras o PCR antes de hablar de fracaso.

Riesgo zoonótico

No es zoonótico. No se ha descrito infección en personas (ver la ficha de aelurostrongilosis).

Lo que no se sabe

• Cuántos gatos chilenos eliminan larvas, medido con Baermann.
• Qué caracoles y babosas de Chile actúan como hospedadores intermediarios.
• Si el visón americano participa en el ciclo que llega a los gatos.
• La frecuencia en la zona central y norte del país.

Referencias

Guías, revisión y libro

1. Elsheikha, H. M., Schnyder, M., Traversa, D., Di Cesare, A., Wright, I., & Lacher, D. W. (2016). Updates on feline aelurostrongylosis and research priorities for the next decade. Parasites & Vectors, 9, 389. https://doi.org/10.1186/s13071-016-1671-6
2. ESCCAP. (2025). Worm control in dogs and cats (Guideline 01, 7.ª ed., junio de 2025). European Scientific Counsel Companion Animal Parasites. https://www.esccap.org/guidelines/gl1/
3. Zajac, A. M., Conboy, G. A., Little, S. E., & Reichard, M. V. (2021). Fecal examination for the diagnosis of parasitism. En Veterinary clinical parasitology (9.ª ed., pp. 1-190). Wiley-Blackwell.

Casos y prevención

4. da Silva Lima, W., Ferreira Farago, E. C., do Nascimento Mesquita, M., Duarte Pacheco, A., Fernandes Nunes da Silva Malavazi, P., Salvador Oliveira, H., Morelli, S., Colombo, M., Di Cesare, A., & Figueiredo de Souza, S. (2021). First case of clinical cat aelurostrongylosis in the Brazilian Amazon: clinical and molecular insights. Pathogens, 10(5), 595. https://doi.org/10.3390/pathogens10050595
5. Raulf, M. K., Raue, K., Rohdich, N., Zschiesche, E., Raue, J., Merhof, K., Volk, H. A., Schnyder, M., Morelli, S., Traversa, D., Roepke, R. K. A., & Strube, C. (2024). Efficacy of Bravecto® Plus spot-on solution for cats (280 mg/ml fluralaner and 14 mg/ml moxidectin) in the prevention of feline Aelurostrongylus abstrusus infection evaluated in a multi-diagnostic approach. Parasites & Vectors, 17(1), 193. https://doi.org/10.1186/s13071-024-06270-0

Estudios en Chile

6. Barrios, N., Gómez, M., Zanelli, M., Rojas-Barón, L., Sepúlveda-García, P., Alabí, A., Adasme, M., Müller, A., Rosenfeld, C., González-Lagos, C., Taubert, A., & Hermosilla, C. (2021). A molecular survey on neglected Gurltia paralysans and Aelurostrongylus abstrusus infections in domestic cats (Felis catus) from southern Chile. Pathogens, 10(9), 1195. https://doi.org/10.3390/pathogens10091195
7. López-Contreras, F., Rojas-Barón, L., Gómez, M., Morera, F., Sepúlveda, P., Moroni, M., Muñoz, P., Acosta-Jammett, G., Mieres, M., Hirzmann, J., Hermosilla, C., & Taubert, A. (2020). Molecular detection of Gurltia paralysans by semi-nested PCR in cerebrospinal fluid and serum samples from domestic cats (Felis catus). Animals, 10(7), 1169. https://doi.org/10.3390/ani10071169
8. Saavedra, J., Gómez, M., Muñoz, P., Bernal, V., Aburto, P., Raffo, E., Aristizabal, B., Moroni, M., Paredes, G., Monterroza, A., Arancibia, R., Taubert, A., & Hermosilla, C. (2026). Detection of Aelurostrongylus spp. infection in the neozoan American mink (Neogale vison) in southern Chile. Pathogens, 15(7), 757. https://doi.org/10.3390/pathogens15070757