Rhipicephalus sanguineus

Taxonomía y morfología

Un grupo de especies. Lo que se llamaba Rhipicephalus sanguineus es un grupo de especies muy parecidas. En perros destacan R. sanguineus sensu stricto, del linaje templado, y R. linnaei, del linaje tropical (Dantas-Torres et al., 2024).

Garrapata dura. Pertenece a la familia Ixodidae. Una hembra llena de sangre puede llegar a medir cerca de 1 cm (ESCCAP, 2022). Al alimentarse, la hembra puede crecer hasta 100 veces su peso inicial; el macho queda relativamente plano (CAPC, 2023).

Estadios. Huevo, larva de seis patas, ninfa de ocho patas y adulto de ocho patas (CAPC, 2023).

Cómo se reconoce. El género tiene la base del capítulo, la pieza donde se insertan las piezas bucales, de forma hexagonal con los lados salientes. R. sanguineus no es ornamentada: el escudo dorsal no tiene manchas ni dibujos (Zajac et al., 2021).

Hospedadores y localización

Hospedador principal. Las garrapatas del grupo se alimentan sobre todo en perros (Dantas-Torres et al., 2024). Tanto los estadios inmaduros como los adultos prefieren al perro (CAPC, 2023), y pueden picar a otros animales y a personas.

En el perro. Se fija en la cara, las orejas, las axilas, entre los dedos, en la ingle y en la zona perianal (ESCCAP, 2022).

Fuera del perro. Vive en grietas de casas, garajes y caniles, sube por los muros y puede encontrarse en cielos falsos. Tolera la sequedad y prospera con calor y baja humedad (CAPC, 2023).

Ciclo biológico

Tres hospedadores. Cada estadio móvil (larva, ninfa y adulto) se alimenta, se suelta y muda fuera del hospedador antes de su siguiente comida (CAPC, 2023). R. sanguineus usa un perro como hospedador en cada estadio (Zajac et al., 2021), que suele ser el mismo perro o otro de la casa (ESCCAP, 2022).

Tiempos de alimentación (CAPC, 2023):

• Larvas: varios días.
• Ninfas: varios días a una semana.

Puesta. La hembra de garrapata dura pone una sola tanda de varios miles de huevos en el ambiente y muere (CAPC, 2023).

Dentro de la casa. R. sanguineus puede completar todo su ciclo dentro de casas y caniles, y en climas cálidos se alimenta todo el año (ESCCAP, 2022). Hay infestaciones incluso en regiones frías como Canadá y Alaska, siempre donde hay perros (CAPC, 2023).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: como el ciclo puede cerrarse sin salir de la casa, R. sanguineus no sigue la estacionalidad de las garrapatas de campo. Un departamento o un canil cerrado puede mantener una infestación en invierno.

Situación en Chile

Dos linajes. En 14 sitios del norte y centro de Chile se encontró el linaje tropical en el extremo norte y el templado desde Tarapacá al sur, con una zona de transición de unos 200 km entre los 20° y 22° S (Díaz et al., 2018). Hoy se reconoce que el norte corresponde a R. linnaei (Dantas-Torres et al., 2024).

Santiago. En los perros estudiados, R. sanguineus fue la única garrapata encontrada (Abarca et al., 2007).

Agentes. Anaplasma platys se ha encontrado en perros de todas las regiones bioclimáticas estudiadas, salvo zonas de altura sin la garrapata café (Di Cataldo et al., 2021). Ehrlichia canis se confirmó en Arica (López et al., 2012).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: que E. canis se haya confirmado en el norte calza con la distribución del linaje tropical. El linaje templado mantuvo A. platys entre estadios en laboratorio y lo pasó a su descendencia (Snellgrove et al., 2020).

Lo que no se sabe. No hay estudios nacionales de prevalencia de infestación en perros ni de resistencia a acaricidas.

Enfermedades que causa

• En el perro: infestación por garrapatas, con anemia en cargas altas y microabscesos o granulomas en el sitio de picadura.
• Como vector: ehrliquiosis (E. canis), anaplasmosis (A. platys), babesiosis (B. vogeli y B. gibsoni), hepatozoonosis (Hepatozoon canis) y fiebre manchada de las Montañas Rocosas (Rickettsia rickettsii) (CAPC, 2023).

Diagnóstico parasitológico

Examen físico. El diagnóstico se basa en encontrar las garrapatas fijadas (CAPC, 2023), revisando los sitios preferidos (ESCCAP, 2022).

Identificación. Los adultos se identifican por su morfología: base del capítulo hexagonal y escudo sin ornamentos (Zajac et al., 2021). Si hay dudas, y siempre en el caso de larvas y ninfas, se envían a un laboratorio. Las garrapatas se guardan en tubos, con o sin alcohol (CAPC, 2023).

Linajes. Las especies del grupo no se distinguen a simple vista; separar los linajes requiere estudios moleculares (Díaz et al., 2018).

Agentes transmitidos. En un perro con fiebre, decaimiento, sangrados o trombocitopenia e historia de garrapatas, se buscan A. platys y E. canis. La interpretación cambia según la zona del país (López et al., 2012).

Control y antiparasitarios

Retiro. Con pinzas finas y guantes, tomando la garrapata lo más cerca posible de la piel y tirando lento y parejo hacia atrás. Aplastarla, torcerla o tirar de golpe puede aumentar la exposición a patógenos o dejar piezas bucales que forman un granuloma (CAPC, 2023). No se recomienda usar aceite, alcohol ni éter (ESCCAP, 2022).

Acaricidas en el perro (CAPC, 2023):

• Isoxazolinas: afoxolaner, fluralaner, lotilaner y sarolaner.
• Amitraz y fipronil.
• Piretroides: permetrina, deltametrina, flumetrina, cifenotrina y etofenprox.

Gatos de la casa. Algunos piretroides para perros son tóxicos para gatos, y los productos de perro no se usan en gatos (ESCCAP, 2022; CAPC, 2023).

Ambiente. Se tratan grietas, rincones, la parte de atrás y de abajo de jaulas y los bordes del cielo. Una casa infestada puede tardar meses en controlarse, y CAPC recomienda un exterminador con licencia (CAPC, 2023).

En Chile. Es una inferencia de Evidencia Vet: la elección del acaricida depende de los productos registrados en el SAG, y en casas con gatos los piretroides de perro requieren cuidado especial.

Resistencia antiparasitaria

Grupos con resistencia descrita. Se ha descrito resistencia de R. sanguineus sensu lato a organofosforados, lactonas macrocíclicas, piretroides y fipronil (Jongejan et al., 2024).

Dónde (Jongejan et al., 2024):

• Permetrina: Panamá (2001), Estados Unidos (2015, luego Florida y California), India y Benín.
• Ivermectina y fipronil: Tailandia.
• Ivermectina: Argentina.

Brasil. Dos colonias de laboratorio fueron resistentes a permetrina: con la concentración de referencia de la prueba murió solo el 25% y el 28,9% de las garrapatas expuestas. Todas las poblaciones probadas fueron sensibles a fipronil (Jongejan et al., 2024).

Una falla que no era resistencia. En un refugio de Brasil, una supuesta falla del fipronil se debió al uso semanal en perros de una formulación de fipronil para bovinos; se resolvió en 24 horas con un tratamiento correcto (Jongejan et al., 2024).

Mecanismos. La resistencia a piretroides se ha asociado a mutaciones del canal de sodio (Jongejan et al., 2024).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: no hay datos de Chile, pero hay resistencia en Argentina y Brasil. Ante una infestación que no cede con un piretroide bien aplicado, el cambio a otro grupo químico es razonable antes de repetir el mismo producto.

Riesgo zoonótico

Picaduras. La garrapata café puede picar a personas que viven con perros infestados.

Agentes. Rickettsia rickettsii, transmitida por R. sanguineus, causa en personas la fiebre manchada de las Montañas Rocosas (CAPC, 2023).

Lo que no se sabe. No hay estudios chilenos que midan cuántas personas son picadas por R. sanguineus en casas con perros infestados.

Lo que no se sabe

• La prevalencia de infestación en perros chilenos a nivel nacional.
• Si hay garrapatas resistentes a acaricidas en Chile.
• Cuál de los dos linajes predomina en cada región fuera de los sitios estudiados.

Referencias

Guías y libro de referencia

1. Companion Animal Parasite Council. (2023). Ticks (actualizado el 30 de marzo de 2023). CAPC Guidelines. https://capcvet.org/guidelines/ticks/
2. ESCCAP. (2022). Control of ectoparasites in dogs and cats (Guideline 03, 7.ª ed., enero de 2022). European Scientific Counsel Companion Animal Parasites. https://www.esccap.org/guidelines/gl3/
3. Zajac, A. M., Conboy, G. A., Little, S. E., & Reichard, M. V. (2021). Diagnosis of arthropod parasites. En Veterinary clinical parasitology (9.ª ed., pp. 247-345). Wiley-Blackwell.

Revisiones y resistencia

4. Dantas-Torres, F., de Sousa-Paula, L. C., & Otranto, D. (2024). The Rhipicephalus sanguineus group: updated list of species, geographical distribution, and vector competence. Parasites & Vectors, 17(1), 540. https://doi.org/10.1186/s13071-024-06572-3
5. Jongejan, F., Berger, L., Papadopoulos, E., Reck, J., Ferreira, P. T., Scott, F. B., de Avelar, B. R., Guimarães, B. G., Correia, T. R., Hulsebos, I., Petersen, A., & Klafke, G. (2024). A rapid tick exposure test for monitoring acaricide resistance in Rhipicephalus sanguineus sensu lato ticks on dogs. Parasites & Vectors, 17, 406. https://doi.org/10.1186/s13071-024-06472-6
6. Snellgrove, A. N., Krapiunaya, I., Ford, S. L., Stanley, H. M., Wickson, A. G., Hartzer, K. L., & Levin, M. L. (2020). Vector competence of Rhipicephalus sanguineus sensu stricto for Anaplasma platys. Ticks and Tick-borne Diseases, 11(6), 101517. https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2020.101517

Estudios en Chile

7. Abarca, K., López, J., Perret, C., Guerrero, J., Godoy, P., Veloz, A., Valiente-Echeverría, F., León, U., Gutjahr, C., & Azócar, T. (2007). Anaplasma platys in dogs, Chile. Emerging Infectious Diseases, 13(9), 1392-1395. https://doi.org/10.3201/eid1309.070021
8. Di Cataldo, S., Cevidanes, A., Ulloa-Contreras, C., et al. (2021). Mapping the distribution and risk factors of Anaplasmataceae in wild and domestic canines in Chile and their association with Rhipicephalus sanguineus species complex lineages. Ticks and Tick-borne Diseases, 12(5), 101752. https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2021.101752
9. Díaz, F. E., Martínez-Valdebenito, C., López, J., Weitzel, T., & Abarca, K. (2018). Geographical distribution and phylogenetic analysis of Rhipicephalus sanguineus sensu lato in northern and central Chile. Ticks and Tick-borne Diseases, 9(4), 792-797. https://doi.org/10.1016/j.ttbdis.2018.03.004
10. López, J., Abarca, K., Mundaca, M. I., Caballero, C., & Valiente-Echeverría, F. (2012). Identificación molecular de Ehrlichia canis en un canino de la ciudad de Arica, Chile. Revista Chilena de Infectología, 29(5), 527-530. https://doi.org/10.4067/S0716-10182012000600008