Eimeria spp. en producción animal

Taxonomía y morfología

Coccidios apicomplejos. Eimeria es un género de protozoos coccidios que infecta el intestino de muchos animales domésticos, con especies propias de cada hospedador (Zajac et al., 2021).

El ooquiste. Es la forma que sale en las heces. Sale sin esporular y, ya esporulado en el ambiente, es el estadio infectante (Zajac et al., 2021). En el pollo, cada ooquiste esporulado tiene ocho esporozoítos (ver la ficha de coccidiosis aviar).

Tamaño. Varía según la especie; en el pollo, E. maxima tiene el ooquiste más grande (ver la ficha de coccidiosis aviar).

Con qué se confunde. En rumiantes, los ooquistes de Eimeria aparecen junto a huevos de estrongílidos en la misma flotación (Zajac et al., 2021). En el cerdo, el coccidio más importante del lechón es Cystoisospora suis, que tiene su propia ficha en este manual.

Hospedadores y localización

Especies del pollo (ver la ficha de coccidiosis aviar):

Especie	Tramo del intestino	Patogenicidad
E. acervulina	Duodeno y yeyuno	Moderada
E. maxima	Yeyuno e íleon	Moderada
E. tenella	Ciegos	Alta
E. necatrix	Yeyuno, íleon y ciegos	Alta
E. brunetti	Ciegos y recto	Alta
E. mitis	Íleon	Baja
E. praecox	Duodeno y yeyuno	Baja

Rumiantes y camélidos. Muchas especies específicas de cada hospedador infectan el intestino de rumiantes y camélidos (Zajac et al., 2021).

Equinos. E. leuckarti infecta a los caballos (Zajac et al., 2021).

Ciclo biológico

Directo, con un solo hospedador (Zajac et al., 2021):

1. Ooquiste sin esporular. Sale con las heces.
2. Esporulación. Ocurre en el ambiente.
3. Ingestión. El animal come ooquistes esporulados.
4. Fase asexual. Los esporozoítos invaden las células del intestino y se multiplican.
5. Fase sexual. Se forman nuevos ooquistes que salen con las heces.

Resistencia en el ambiente. Los ooquistes esporulados sobreviven mucho tiempo en condiciones favorables (Zajac et al., 2021).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: como el ooquiste necesita esporular fuera del animal, la humedad de la cama, los bebederos que gotean y la alta densidad aumentan la exposición.

Situación en Chile

Aves (ver la ficha de coccidiosis aviar):

Estudio	Población	Hallazgo
Alcaíno et al. (2002)	51 muestras de 8 empresas de pollos	Coccidios en 76,5%; siete especies, sobre todo E. mitis y E. praecox; sin E. brunetti; infecciones mixtas en todas
Tomazic et al. (2025)	39 granjas familiares de postura, RM y O’Higgins	Ooquistes en 89,7% de los galpones, promedio de 940 por gramo; sin signos clínicos ni manejo
Cantin-Rosas et al. (2025)	51 planteles de traspatio, Chile central	Eimeria en 72,5%, con carga baja en 88,2%

Rumiantes. No se encontraron estudios chilenos recientes de Eimeria en bovinos, ovinos ni caprinos para esta ficha.

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: en las aves chilenas el parásito está casi en todas partes. Lo que define el problema es la especie, la carga y el manejo, no su presencia.

Enfermedades que causa

• En aves: coccidiosis aviar, con lesiones según el tramo intestinal de cada especie.
• En terneros: coccidiosis, como diagnóstico diferencial de la diarrea del ternero en animales mayores de tres semanas.

El número de ooquistes y la enfermedad. El conteo de ooquistes se ha usado como indicador de enfermedad clínica, pero su relación con los signos es limitada (Zajac et al., 2021).

Diagnóstico parasitológico

Flotación. Los ooquistes se encuentran con técnicas de flotación (Zajac et al., 2021).

Conteo. Los ooquistes por gramo se cuentan con McMaster en heces o cama (ver la ficha de coccidiosis aviar).

Especie. Es difícil identificarla por morfología, y puede exigir examinar ooquistes esporulados (Zajac et al., 2021). La PCR identifica las especies presentes (ver la ficha de coccidiosis aviar).

En aves: el puntaje de lesiones. El puntaje de Johnson y Reid gradúa las lesiones de cada tramo del intestino en la necropsia y es el método de referencia. Se relaciona mejor con el rendimiento productivo que el conteo de ooquistes, que puede bajar con dosis infectantes altas aunque el daño sea grande (ver la ficha de coccidiosis aviar).

Es una inferencia de Evidencia Vet: un conteo alto en un animal sano puede no significar enfermedad, y un conteo bajo en un brote no la descarta. La necropsia de algunas aves afectadas es la prueba que más informa.

Control y antiparasitarios

En aves (ver la ficha de coccidiosis aviar):

• Ionóforos: monensina, narasina, salinomicina, maduramicina, semduramicina y lasalocid.
• Compuestos sintéticos: actúan sobre una vía metabólica específica del parásito.
• Programas de rotación: el mismo producto durante el ciclo, cambiado después de uno o varios lotes.
• Programas shuttle o duales: dos o más productos con distinto modo de acción en distintos alimentos del mismo ciclo.
• Vacunas vivas: no atenuadas o atenuadas; protegen solo contra las especies que contienen.

El tratamiento lo define el médico veterinario, con productos registrados en el SAG.

Resistencia antiparasitaria

Descrita en el mundo. El uso preventivo prolongado de anticoccidiales favorece la resistencia, y los programas de rotación y shuttle buscan retrasarla (Mesa-Pineda et al., 2021).

En Chile. No se encontraron datos de resistencia a anticoccidiales (ver la ficha de coccidiosis aviar).

Lo que esto implica. Es una inferencia de Evidencia Vet: sin pruebas de sensibilidad, una pérdida de rendimiento con el mismo programa de siempre puede ser la primera señal de resistencia.

Riesgo zoonótico

No es zoonótico. Las especies de Eimeria son específicas de su hospedador.

Lo que no se sabe

• Qué especies de Eimeria afectan a terneros, corderos y cabritos en Chile, y con qué frecuencia.
• Si hay resistencia a ionóforos o compuestos sintéticos en planteles avícolas chilenos.
• Cuánto se usan las vacunas vivas en la avicultura chilena.

Referencias

Libro y revisión

1. Mesa-Pineda, C., Navarro-Ruíz, J. L., López-Osorio, S., Chaparro-Gutiérrez, J. J., & Gómez-Osorio, L. M. (2021). Chicken coccidiosis: from the parasite lifecycle to control of the disease. Frontiers in Veterinary Science, 8, 787653. https://doi.org/10.3389/fvets.2021.787653
2. Zajac, A. M., Conboy, G. A., Little, S. E., & Reichard, M. V. (2021). Fecal examination for the diagnosis of parasitism. En Veterinary clinical parasitology (9.ª ed., pp. 1-190). Wiley-Blackwell.

Estudios en Chile

3. Alcaíno, H., González, J. P., Fredes, F., & Gorman, T. (2002). Coccidias aviares de gallineros industriales de Chile. Parasitología Latinoamericana, 57(1-2), 34-39. https://doi.org/10.4067/S0717-77122002000100009
4. Cantin-Rosas, B., Tomazic, M. L., Rodríguez, A. E., Enciso, N., Brante-Bernier, J., Honores, P., Godoy-Alfaro, C., Abarca, C., Alegría-Morán, R., & Ramírez-Toloza, G. (2025). Risk factors and spatial distribution of gastrointestinal parasites in backyard poultry production systems in Central Chile. Veterinary Sciences, 12(5), 448. https://doi.org/10.3390/vetsci12050448
5. Tomazic, M. L., Britez, J. D., Pisón-Martínez, M. L., Barbano, P., Canet, Z., Trangoni, M. D., Poklepovich, T. J., Cubas, F., Alegría-Morán, R., Ramírez-Toloza, G., & Rodríguez, A. E. (2025). Chicken coccidiosis in peri-urban family farming in two South American countries: prevalence and circulating Eimeria spp. Animals, 15(7), 982. https://doi.org/10.3390/ani15070982