Frotis directo de heces y tinciones

Para qué sirve

Lo que la flotación no muestra. El frotis directo sirve para ver trofozoítos de protozoos, como Giardia, los tricomonádidos y las amebas, y otras formas que flotan mal o que las soluciones de flotación deforman (Zajac et al., 2021).

No es un examen de rutina. Como usa muy poca materia fecal, su sensibilidad es baja y no se recomienda como examen coproparasitario de rutina (Zajac et al., 2021). Complementa a la flotación y a la guía del examen coproparasitario, no las reemplaza.

Las tinciones de heces. Los frotis de heces también se tiñen para identificar protozoos intestinales. En la práctica veterinaria se usan poco y no son necesarias para la mayoría de los parásitos; donde más se usan es en Cryptosporidium (Zajac et al., 2021).

Qué detecta y qué no

Detecta:

• Trofozoítos de Giardia duodenalis en heces diarreicas frescas, aunque se ven con poca frecuencia (Zajac et al., 2021).
• Trofozoítos de Tritrichomonas foetus en el gato (Zajac et al., 2021).
• Quistes de protozoos, mejor contrastados con lugol (Zajac et al., 2021).
• Ooquistes de Cryptosporidium, en frotis teñidos (Zajac et al., 2021).

No detecta bien:

• Infecciones con pocos parásitos, por la poca muestra que usa (Zajac et al., 2021).
• Trofozoítos en heces viejas o refrigeradas por mucho tiempo, porque mueren y dejan de moverse (Zajac et al., 2021).
• Huevos de helmintos en cantidad suficiente para un diagnóstico confiable: para eso está la flotación (Zajac et al., 2021).

El frotis directo

La preparación. Se mezcla una cantidad muy pequeña de heces con una gota de solución salina en el portaobjetos, hasta formar una capa tan delgada que se pueda leer un texto impreso a través de ella. Con el cubreobjetos se empujan a un lado las partículas grandes y luego se apoya sobre la gota (Zajac et al., 2021).

Salina, no agua. El agua destruye los trofozoítos; por eso la gota es de solución salina (Zajac et al., 2021).

La lectura. Se examina a 10X y a 40X. El objetivo de inmersión no sirve en frotis de heces (Zajac et al., 2021).

El grosor. Si la capa es gruesa, los protozoos pequeños e incoloros no se ven moverse, y el movimiento es la principal señal para reconocer un trofozoíto en un frotis fresco (Zajac et al., 2021).

El tiempo. Las fuentes difieren: los trofozoítos se buscan dentro de 30 minutos desde la toma de la muestra según Zajac et al. (2021), y dentro de 20 minutos desde la deposición según Conboy (2025). Para T. foetus en el gato, las heces se procesan dentro de 6 horas (ver la ficha de tritrichomonosis felina).

Giardia o tricomonádido

En un frotis salino fresco, el trofozoíto de Giardia y los tricomonádidos se confunden con facilidad (Zajac et al., 2021):

Rasgo	Giardia	Tricomonádido
Aspecto	Simétrico, con aspecto de “cara”	Sin aspecto de cara
Cara ventral	Disco adhesivo cóncavo	Sin disco
Membrana ondulante	No tiene	Sí, muy visible
Movimiento	Bamboleante, como una hoja que cae	Más brusco, a sacudidas

Las dos especies se describen en detalle en sus fichas: Giardia duodenalis y Tritrichomonas foetus.

El lugol

Para qué sirve. Una gota de lugol resalta las estructuras internas de los quistes de protozoos (Zajac et al., 2021).

Su costo. El lugol mata a los trofozoítos, que dejan de moverse. Por eso se mira primero la preparación sin teñir y después se agrega el lugol (Zajac et al., 2021).

También en la flotación. Una gota de lugol en la preparación de flotación tiñe los quistes de Giardia y los hace más fáciles de ver (Zajac et al., 2021). Para esos quistes, la flotación de elección es con sulfato de zinc al 33% y centrifugación, porque otras soluciones los deforman rápido (Zajac et al., 2021).

Con larvas. El lugol diluido mata y tiñe las larvas de nematodos, lo que facilita ver su anatomía para identificarlas (Zajac et al., 2021). Se usa en el Baermann y en el coprocultivo.

Tinciones para Cryptosporidium

Por qué teñir. El ooquiste mide 4 a 8 µm según la especie (Zajac et al., 2021), o 4 a 6 µm según CAPC (s.f.), y en una preparación sin teñir se confunde con levaduras y detritos. Las tinciones ácido alcohol resistentes lo hacen visible: Ziehl-Neelsen, Kinyoun y carbol fucsina, entre otras (Zajac et al., 2021).

Ziehl-Neelsen modificado. Es la técnica descrita para heces de animales por Henriksen y Pohlenz (1981). En resumen, el frotis seco se fija en metanol, se tiñe con carbol fucsina sin calentar, se decolora con ácido sulfúrico diluido y se contratiñe con verde de malaquita. Los ooquistes quedan rojos sobre fondo verde y a veces se ven puntos internos más oscuros (Henriksen y Pohlenz, 1981). Cada laboratorio ajusta los tiempos según el colorante.

Sus ventajas (Henriksen y Pohlenz, 1981):

• Se lee en seco, a 200 a 400 aumentos, sin inmersión.
• Las levaduras no se tiñen de rojo, a diferencia de lo que pasa con el Giemsa, y dejan de ser un problema de diagnóstico diferencial.
• Se ajusta con frotis de control positivos antes de usarla en muestras.

Variante en frío. El CDC describe una tinción ácido alcohol resistente modificada en frío, con carbol fucsina de Kinyoun, decoloración con alcohol ácido y contratinción con verde de malaquita; recomienda recorrer 200 a 300 campos a 40X o más y confirmar la morfología con inmersión. Sirve para Cryptosporidium, Cystoisospora y Cyclospora, y se puede hacer sobre sedimento concentrado de heces frescas o fijadas en formalina (CDC DPDx, 2016).

Auramina. Es una tinción fluorescente, así que necesita microscopio de fluorescencia. Se ha usado como tamizaje rápido, con confirmación posterior de los positivos con Ziehl-Neelsen modificado (Casemore et al., 1985).

En Chile. En 205 terneros recién nacidos con diarrea de lecherías de la Región Metropolitana, la auramina encontró ooquistes en el 56,1% y el Ziehl-Neelsen modificado en el 49,8%; las pruebas inmunocromatográficas y moleculares confirmaron C. parvum (Díaz-Lee et al., 2011). En agua contaminada en forma experimental con ooquistes de bovinos, las dos tinciones detectaron unos 8 ooquistes por mL, y una PCR anidada, 6 por mL (Díaz-Lee et al., 2015).

Más allá de la tinción. La especie de Cryptosporidium no se puede saber por el aspecto del ooquiste: para eso se usa el análisis molecular (Zajac et al., 2021). Las pruebas inmunocromatográficas son otra opción en terneros (ver la ficha de Cryptosporidium parvum).

Errores frecuentes

Error	Qué produce	Fuente
Hacer el frotis con agua	Trofozoítos destruidos	Zajac et al. (2021)
Frotis grueso	Protozoos pequeños que no se ven moverse	Zajac et al. (2021)
Agregar lugol antes de mirar	Trofozoítos muertos, sin movimiento	Zajac et al. (2021)
Examinar heces viejas para trofozoítos	Falsos negativos	Zajac et al. (2021)
Usar el frotis directo como examen de rutina	Infecciones con pocos parásitos no detectadas	Zajac et al. (2021)
Tomar levaduras por ooquistes en una preparación sin teñir	Falso positivo de Cryptosporidium	Henriksen y Pohlenz (1981)
Teñir sin frotis de control	Tiempos de tinción y decoloración mal ajustados	Henriksen y Pohlenz (1981)

Lo que no se sabe

• Qué tinciones para Cryptosporidium usan hoy los laboratorios veterinarios y las clínicas chilenas. Un estudio de perros de criaderos de la Región Metropolitana usó examen directo y Ziehl-Neelsen modificado (Correa Robles, 2014), pero no se encontraron datos de uso general.
• Cuánto rinde el frotis directo para Giardia o T. foetus en perros y gatos de Chile: no se encontraron estudios.

Referencias

1. Casemore, D. P., Armstrong, M., & Sands, R. L. (1985). Laboratory diagnosis of cryptosporidiosis. Journal of Clinical Pathology, 38(12), 1337-1341. https://doi.org/10.1136/jcp.38.12.1337
2. Centers for Disease Control and Prevention. (2016). Stool specimens: staining procedures. DPDx, Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern. https://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticprocedures/stool/staining.html
3. Companion Animal Parasite Council. (s.f.). Cryptosporidium. CAPC Guidelines. https://capcvet.org/guidelines/cryptosporidium/
4. Conboy, G. (2025). Parasitology in veterinary practice. En MSD Veterinary Manual (revisión de mayo de 2025). https://www.msdvetmanual.com/veterinary/clinical-pathology-and-procedures/diagnostic-procedures-for-the-private-practice-laboratory/parasitology
5. Correa Robles, M. F. (2014). Fauna parasitaria gastrointestinal en perros de criaderos en la Región Metropolitana de Santiago, Chile [Tesis de pregrado, Universidad de Chile]. https://repositorio.uchile.cl/handle/2250/143088
6. Díaz-Lee, A., Mercado, R., Onuoha, E. O., Ozaki, L. S., Muñoz, P., Muñoz, V., Martínez, F. J., & Fredes, F. (2011). Cryptosporidium parvum in diarrheic calves detected by microscopy and identified by immunochromatographic and molecular methods. Veterinary Parasitology, 176(2-3), 139-144. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2010.11.001
7. Díaz-Lee, A., Molina, R., Dougnac, C., Mercado, R., Retamal, P., & Fredes, F. (2015). Analytical sensitivity of staining and molecular techniques for the detection of Cryptosporidium spp. oocysts isolated from bovines in water samples: a preliminary study. Archivos de Medicina Veterinaria, 47(1), 91-96. https://doi.org/10.4067/S0301-732X2015000100015
8. Henriksen, S. A., & Pohlenz, J. F. L. (1981). Staining of cryptosporidia by a modified Ziehl-Neelsen technique. Acta Veterinaria Scandinavica, 22(3), 594-596. https://doi.org/10.1186/BF03548684
9. Zajac, A. M., Conboy, G. A., Little, S. E., & Reichard, M. V. (2021). Fecal examination for the diagnosis of parasitism. En Veterinary clinical parasitology (9.ª ed., pp. 1-190). Wiley-Blackwell.